Isolement guidé par l'activité des compositions phénoliques de la paroi d'Anneslea Fragrans. Et leur effet cytoprotecteur contre le stress oxydatif induit par le peroxyde d'hydrogène dans les cellules HepG2 Partie 2

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2.7. Effet inhibiteur sur la génération intracellulaire de ROS

Le stress oxydatif est une sorte de déséquilibre entre l'oxydation et l'antioxydation dans le corps [28]. Une accumulation excessive de ROS peut entraîner un stress oxydatif qui peut endommager les cellules et les tissus tels que les lipides, les membranes et l'ADN [29]. Les antioxydants, y compris les polyphénols et les flavonoïdes, peuvent aider le corps à réduire ces dommages causés par les ROS. Généralement, H, O, est largement utilisé pour induire une production désordonnée de ROS intracellulaire et altérer la défense antioxydante des cellules [30]. Dans notre présente étude, H2O2 a été choisi pour induire l'accumulation anormale de ROS intracellulaires et altérer la défense antioxydante des cellules. Pour évaluer l'effet inhibiteur sur la génération de ROS intracellulaires dans les cellules HepG2 induites par H, O2-, les niveaux de ROS intracellulaires ont été testés par cytométrie en flux. En bref, les cellules HepG2 ont été cultivées dans une plaque à puits 6- (cellules de 1 × 10 degrés/puits). Après incubation pendant 24 h de 50 μg/ml d'extraits différents ou 8 μg/mL de Vc (groupe positif), tous les groupes sauf le groupe contrôle ont été induits par HO, pendant 6 h. Les niveaux de ROS intracellulaires de chaque composé ont été testés (Figure 3). Le rapport de génération de ROS a augmenté de manière significative à 215,64 ± 9,80 % dans H2O, - le groupe traité par rapport au groupe témoin (100 %). Par rapport au groupe traité par H, O,, les composés 2, 5 et 6 ont remarquablement supprimé la production intracellulaire de ROS (p<0.05), and="" their="" inhibitory="" effect="" was="" equal="" to="" the="" vc="" group="" (figure="" 3).="" many="" phenolics="" have="" been="" proven="" to="" have="" a="" protective="" effect="" against="" intracellular="" ros="" by="" h2o2="" induction[31].="" additionally,="" compound="" 6="" displayed="" the="" strongest="" suppressive="" effect="" on="" intracellular="" ros="" production,="" which="" suggests="" that="" flavonoid="" compounds="" play="" a="" crucial="" role="" in="" inhibiting="" intracellular="" ros="">

2.8. Effet cytoprotecteur contre l'apoptose cellulaire induite par H2O2-

L'apoptose est un phénomène biologique fondamental des cellules, qui joue un rôle important dans le mécanisme de régulation de la prolifération, de la croissance et de la mutation des cellules, ainsi que dans la stabilité de l'environnement interne. L'apoptose, différente de la nécrose, est un type particulier de mort cellulaire. Le trouble du processus apoptotique a de mauvais effets sur le corps et provoque de nombreuses maladies [32]. H2O2, en tant que molécule de signalisation importante, régule le processus de prolifération, de croissance et d'apoptose des cellules [5]. La présente étude a mesuré l'apoptose des cellules HepG2 induites par H, O et évalué les effets cytoprotecteurs des composés 2, 5 et 6. Après avoir traité les cellules HepG2 avec 1,0 mM H2O2, le rapport d'apoptose a été remarquablement augmenté ( 57,20±1,97 % ), par rapport à celle du groupe témoin (9,10±0,62 % ,p<0.05)(figure 4).="" the="" ratios="" of="" apoptotic="" cells="" in="" the="" treated="" groups="" of="" compounds="" 2,="" 5,="" and="" 6="" significantly="" decreased="" compared="" with="" the="" h2o2-treated="" group="" (model="" group,=""><0.05)(figure 4).="" moreover,="" compound="" 6="" had="" significant="" efficiency="" in="" protecting="" hepa-2="" cells="" from="" h2o2="" toxicity,="" and="" the="" cell="" apoptosis="" ratio="" of="" 6(10.56±1.15%)was="" lower="" than="" that="" of="" the="" vc="" group="" (positive="" control),="" which="" was="" equal="" to="" that="" of="" the="" control="" group(figure="" 4).="" meanwhile,="" compounds="" 2="" and="" 5="" showed="" a="" moderate="" cytoprotective="" effect="" with="" cell="" apoptosis="" ratios="" of="" 2(26.76±2.60%)="" and="" 5(27.64±0.83%).="" the="" differences="" in="" antioxidant="" capacity="" may="" be="" attributed="" to="" the="" number="" of="" phenolic="" hydroxyl="" moieties="" and="" the="" link="">

3. Matériels et méthodes

3.1. Produits chimiques et réactifs

Le méthanol, l'acétonitrile et l'acide formique pour la chromatographie liquide à haute performance (HPLC) étaient de qualité HPLC et achetés chez Merck (Darmstadt, Allemagne). Les solvants pour l'extraction des échantillons, y compris l'éthanol, le dichlorométhane et le n-butanol, étaient de qualité analytique. L'eau déionisée a été purifiée à l'aide d'un système d'eau ultrapure Milli-Q (Millipore, Bedford, Massachusetts, MA, États-Unis) et utilisée dans toutes les expériences. Des composés standard phénoliques d'acide gallique, de rutine, de Trolox et de vitamine C ont été achetés auprès de Chengdu Must Bio-Technology Co., Ltd. (Chengdu, Chine). Bromure de méthylthiazol-2-yl-25-diphényltétrazolium (MTT), réactif de Folin-Ciocalteu, 2,2'-et-bis(3-éthylbenzène-thiazoline-6-acide sulfonique)( ABTS),2,2-diphényl-1-picrylhydrazylradical (DPPH), 1,3,5-tri(2-pyridyl)-2,4,{{23 }} triazine (TPTZ), diacétate de 2',7'-dichlorofluorescéine (DCFH-DA) et FeSO4-7HO ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich (Shanghai, Chine). Les spectres RMN ont été obtenus à l'aide de spectromètres Bruker AV-400 et/ou DRX-500. Les spectres ESIMS ont été enregistrés sur un spectromètre Agilent 1290 UPLC/6540 Q-TOF.

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3.2. La préparation des échantillons

Mur d'Anneslea fragrans. des feuilles ont été récoltées dans la ville de Lincang en Chine en juillet 2020. Les feuilles ont été séchées dans une pièce ombragée jusqu'à poids constant puis réduites en poudre avec un broyeur électrique. L'extraction et le fractionnement ont été effectués comme notre méthode rapportée précédemment avec une légère modification [33]. L'échantillon en poudre (100 g) a été mélangé à 1 000 mL de solvant d'éthanol aqueux à 80 % et passé aux ultrasons dans un bain de nettoyage à ultrasons à 200 W trois fois (0,5 h par fois). Ensuite, la suspension soniquée a été collectée et centrifugée à 1500 × g pendant 10 min par une centrifugeuse Eppendorf (TGL-20B, Shanghai Anting Scientific Instrument Factory, Shanghai, Chine). Le surnageant combiné a été concentré à 50 degrés par un évaporateur rotatif (Hei-VAP, Heidolph, Allemagne) et ensuite séché par un lyophilisateur à séchage sous vide (Alpha 1-2 LD plus, Christ, Allemagne). L'extrait d'éthanol brut (CE, 30 g) a été remis en suspension avec de l'eau et séquentiellement partagé avec des solvants de dichlorométhane, d'acétate d'éthyle et de n-butanol trois fois. Après concentration et lyophilisation, la fraction de dichlorométhane (DF), la fraction d'acétate d'éthyle (EAF), une fraction de n-butanol (BF) et une fraction d'eau résiduelle (RWF) pesant 3,2 g, 6,3 g, 7,2 g et 8,2 g ont été obtenues. , respectivement. Selon les activités antioxydantes des différentes fractions, le BF a été chromatographié sur des colonnes de verre (30 mm × 400 mm) remplies de 20 g (résine sèche) de la résine hydratée D101 sélectionnée. Le volume du lit (BV) de la résine était d'environ 40 ml. Après avoir atteint la saturation d'adsorption, la colonne a d'abord été lavée à l'eau distillée avec 4×BV puis éluée par éthanol-eau(0:100,20:80,50:50,80:20,100:0,v/y, each4× BV), pour donner cinq sous-fractions (BF-A à E). Chaque partie des solutions de désorption a été concentrée à sec sous vide. Le CE, quatre fractions (DF, EAF, BF et RWF) et cinq sous-fractions (BF-A à E) ont été stockées dans un réfrigérateur (-20 degré) pour une expérimentation plus approfondie.

3.3. Isolement bio-guidé des constituants actifs

Sous la direction d'essais d'antioxydants et d'une analyse HPLC, la fraction antioxydante a ensuite été chromatographiée pour l'isolement de composés purs. En bref, le BF a été soumis à une colonne de résine hydratée D101 pour donner cinq sous-fractions (BF-A à E). Le BF-C (1,5 g) a été soumis à une colonne de gel de silice, en éluant avec du DCM/MeOH (15 : 1), puis a été séparé par CCM préparative (DCM/MeOH, 10 : 1) pour obtenir les composés 6 (118 mg ) et 7(10 mg). BF-D (1,1 g) a été soumis à une colonne de gel de silice (CHCl3/MeOH 10:1, 5:1) pour donner les composés 1 (129 mg) et 4 (15 mg).BF-E (1,2 g) a été soumis à colonne de gel de silice (CHCl3/MeOH, 30:1, 10:1, 5:1) pour donner les composés 1(216 mg), 2(135mg) et un mélange. Ce dernier a été purifié par colonne de gel de silice (CHCl3/MeOH ,12:1) pour donner les composés 3 (19 mg) et 5 (15 mg) (Figure 5).

3.4.Élucidation de la structure des composés 1-7

Selon les activités antioxydantes des différentes fractions, trois sous-fractions, BF-C à E ont été soumises à une chromatographie sur colonne. De cette manière, le fractionnement guidé par la bioactivité de BF-C en E a conduit à l'isolement de sept composés phénoliques individuels. Leurs structures ont été identifiées comme confusoside(1)[34], vaccinifoline (2)[34],1-[4-( -D-glucopyranosyloxy)-2-hydroxyphényl]-3- (4-hydroxy-3-méthoxyphényl)-1-propanone (3) [35], (S)-naringénine-7-O- -D-glucopyranoside (4)[ 22],2',3,4,4'-tétrahydroxydihydrochalcone(5)[26], (épi)-catéchine (6)[26] et cornoside (7)[36](Figure 1B)par l'analyse de 1D -Données RMN et ESI-MS et comparaison avec les composés précédemment rapportés dans la littérature. Parmi eux, les composés 3, 4 et 7 ont été isolés de cette plante pour la première fois.

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Confusoside (1). La formule moléculaire a été attribuée comme C21H24O, et la séparation a donné 129 mg d'aiguilles jaune pâle. Les données de RMN IH (5 0 0 MHz, DMSO-d6) et ESI-MS (m/z 421 [M plus H]) étaient identiques à celles du composé précédemment rapporté dans la littérature [34]. L'identification a été en outre étayée par la RMN 13C（125 MHz, DMSO-dg）∶δ204.4 （s,C=O),163.5(s,C-2'),163.3(s,C -4'),155,5(s,C-4),132,6(d,C-6'),130,9(s,C-1),129,2(d,C -2, 6),115.0(d,C-3/C-5),114.4(s, C-1'),108.3(d, C{{45} }'),103.4(d,C-1"),99.6(d,C-3'),77.1(d, C-5"),76.4(d, C{{ 57}}")),73.1(d,C-2"),69.5(d, C4'),60.5(t,C-6'),39.8(t,C- ),28.9( t, C-6).

La vacciniifoline (2) a été obtenue sous forme de poudre amorphe jaune (153 mg) et a reçu une formule moléculaire de C2H24O1o.'H RMN (500 MHz, DMSO-dg) et ESI-MS (m/z 437 [M plus H]) les données étaient les mêmes que les données précédemment rapportées [34]. L'identification a également été prise en charge par 13CNMR（125 MHz, DMSO-de）∶δ204.4 （s, C=O）,163.5（s, C-2'）,163.3 (s, C{ {21}}),145.0(s, C-3),143.3(s, C-4),132.6(d, C-6),131.7(s, C{{33 }}),118.9(d, C-6),115.8(d, C-2),115.4(d, C-5),114.4(s, C-1 '), 108.3(d, C-5'),103.4(d, C-1'),99.6(d,C-3'),77.1(d, C{{57 }}"),76.4(d,C-3'),73.1(d,C-2"),69.5(d,C-4'),60.5(t,C{ {69}}'),39.4(t,Ca),29.1(t,C-6).

{{0}}[4-( -D-Glucopyranosyloxy)-2-hydroxyphényl]-3-(4-hydroxy-3-méthoxyphényl){{8 }}propanone (3). Le composé a été obtenu sous forme d'aiguilles incolores (19 mg) et la formule moléculaire a été attribuée comme C22H2O10.'H RMN (400 MHz, DMSO-d6) et ESI-MS (m/z451 [M plus H]* ) données en accord avec la littérature [35]. L'identification a également été prise en charge par 13CNMR（100 MHz, DMSO-d）∶δ204.5（s,C=O）,163.5（s,C-2'）,163.3（s,C{ {31}}'）,147,4（s,C-3),144,6(s,C-4),132,6(d,C-6),131,6(s,C{{ 43}}),120.4(d,C-6),115.2 (d, C-5),114.5(s,C-1'), 112.6(d,C{{55 }}),108.3(d,C-5'), 103.3 (d,C-1"),99.5 (d,C-3'),77.0(d,C{{ 67}}'),76.3(d, C-3"), 73.0(d,C-2"),69.5(d,C-4'),60.5(t,C -6'),55,5(q,C-OCH3),39,5(t, C- ),29,4(t,C-6).

Le (S)-naringénine-7-O- -D-glucopyranoside (4) avait la formule moléculaire de C21H2.O10, qui a été obtenue sous forme de 15 mg de poudre blanche. Les données RMN IH (500 MHz, DMSO-dg) et ESI-MS (m/z 435 [M plus H] plus) étaient en accord avec les travaux précédents[22]. L'identification a été en outre soutenue par13C RMN（125 MHz, DMSO-d）∶δ197.2 （s, C-4）,165.3（s, C-7）,165.2 (s, C{{25 }}), 162,9(s, C-9), 157,9(s, C-4'),128,6(s, C-1'), 128,4(d, C{{37 }}',6'),115,2 (d, C-3'/C-5'),1{{110}}3,2 (s,C-10 ),99.6(d,C-1'),96.5(d,C-6),95.4(d,C-8),78.7(d,C-2) ,77.0(d, C{{6{{240}}}}"),76.3 (d,C-3'),73.0(d,C{{ 66}}"), 69,5 (d,C-4'),60,5(t,C-6'),42,0(t,C-3). La 2'3,4,A'-tétrahydroxydihydrochalcone (5) possédait la formule moléculaire C15H4O5 et était séparée (15 mg) sous forme de poudre blanche.'H RMN (400 MHz, DMSO-dg) et ESI-MS (m/z 275 [ M plus H] plus ) les données étaient cohérentes avec celles rapportées dans la littérature [26]. L'identification a été en outre étayée par la RMN 13C（125 MHz, DMSO-d6）∶δ203,9 （s, C=O）,164,7(s,C-2'),164,2(s,C -4'),144,9(s, C-3),143,3(s, C-4),133,0(d,C-6),131,8(s,C{ {114}}),118,9 (d,C-6),115,7(d,C-2),115,4(d,C-5),112,5 (s,C{{126 }}),108.2(d,C-5'),102.4(d,C-3'),39.5(t, C-a2),29.2(t, CB). (Epi)-catéchine (6) a été isolée sous forme de poudre blanche (118 mg) et a établi la formule moléculaire comme CHO4.1H NMR (400 MHz, DMSO-dg) et ESI-MS (m/z 291 [M plus H] plus )les données concordaient bien avec celles rapportées dans la littérature [26]. L'identification a été en outre soutenue par13C RMN （125 MHz, DMSO-d6）∶δ156,4（s,C-7）,156,1（s, C-5）,155,3（s,C{{162 }}）,144,8(s,C-3'),144,8(s,C-4'),130,5(s,C-1'),118,4(d,C{{ 174}}'),115.0(d,C-5'),114.4(d,C-2'), 99.0(s,C-10),95.1(d,C{ {186}}),93.8(d, C-8),80.9(d, C-2),66.2 (d,C-3),27.8(t, C{{198 }}). Le cornoside (7) a été obtenu sous forme de solide amorphe (10 mg) et a déterminé la formule moléculaire en tant que C1H20O8. données publiées [36]. L'identification a également été prise en charge par 13CNMR（100 MHz, DMSO-dg）∶δ185.3（s, C-4）,153.3（d,C-2）,153.2 （d,C{{220 }}）,126,4（d, C-3）,126,4(d,C-5),102,8(d,C-1'),76,8(d,C{{232} }'),76.6(d,C-3'),73.3(d,C-2'),70.0(d,C-4),67.3(s, C{{244 }}), 63,8(t, C-8), 61,0(t, C-6'), 39,7(t, C-7).

3.5. Détermination de la teneur totale en phénols (TPC) et en flavonoïdes totaux (TFC)

Le TPC et le TFC de quatre fractions (DF, EAE, BF et RWF) et de cinq sous-fractions (BF-A à E) ont été mesurés selon notre méthode rapportée précédemment [37]. Pour le TFC, 1,0 mL de chaque échantillon (avec une concentration de 1,0 mg/mL) dissous dans du méthanol a été mélangé avec 0,5 mL de réactif de Folin-Ciocalteu dans un tube à centrifuger et incubé pendant 1 min. Ensuite, une solution de Na2CO3 à 20 % (m/o)(1,5 mL) et de l'eau déionisée (7,0 mL) ont été ajoutées au tube et maintenues à 70 degrés dans un bain-marie pendant 10 min. Après avoir été refroidi à température ambiante, 200 uL de la solution ont été transférés dans une microplaque 96-puits et l'absorbance a été déterminée à 765 nm par un lecteur de microplaque SpectraMax M5 (Molecular Devices, Sunnyvale, CA, USA).

Pour le TFC, 1,2 mL de solutions d'échantillon (avec une concentration de 1,0mg/mL) ont été mélangés avec 0,3 mL de NaNO, (5 % m/o) et 3,8 mL de 7 0 % d'éthanol aqueux et incubés pendant 8 min. Par la suite, 0 0,3 mL d'Al(NO3 aqueux à 10 %), 4 mL de NaOH aqueux à 4 % et 0,4 mL d'éthanol aqueux à 70 % ont été ajoutés au mélange. et laisser réagir à température ambiante pendant 30 min. Ensuite, 200 μL de la solution ont été transférés dans une microplaque 96-puits, pour laquelle l'absorbance a été mesurée à 510 nm à l'aide d'un lecteur de microplaque. Le TFC et le TPC ont été exprimés en milligrammes d'équivalents d'acide gallique (mg GAE/gextrait) et d'équivalents de rutine par gramme d'extrait (mg RE/g d'extrait).

3.6.Détermination de l'activité antioxydante

L'activité antioxydante de quatre fractions (DF, EAF, BF et RWF) et de cinq sous-fractions (BF-A à E) a été évaluée dans une combinaison d'analyses de piégeage radicalaire DPPH et ABTS et d'analyse FRAP basée sur la méthode décrite dans notre étude précédente. [33]. Pour le dosage DPPH, 50μL de la solution d'échantillon （50,100,200ug/mL) ont été mélangés avec 0,2 mL de solution DPPH (0,1 mmol/ L) dans une plaque 96-puits et laisser incuber pendant 30 min. L'absorbance a été mesurée à 517 nm avec le lecteur de microplaques SpectraMax M5 (Molecular Devices, Sunnyvale, CA, USA）. Pour ABTS, 25 μL de la solution d'échantillon（50, 100, 200 ug/mL） ont été ajoutés à 0,2 mLABTSsolution (7 mmol /L).Le mélange a été maintenu dans l'obscurité pendant 6 minutes, puis l'absorbance a été enregistrée à 734 nm. Pour le FRAP, 20 μL de solution d'échantillon (50 100 200 ug/mL) ont été mélangés avec 0,18 mL de réactif FRAP (7 mmol/ L). Après incubation pendant 10 min dans l'obscurité à 37 degrés, l'absorbance a été déterminée à 593 nm. Tous les tests ont été effectués en triple exemplaire. Les résultats des valeurs DPPH, ABTS et FRAP ont été exprimés en équivalents umol Trolox par gramme de extrait （μmol TE/g extrait）.

3.7.Analyse HPLC

Le BF et les composés {{0}} ont été analysés sur un système HPLC Agilent 1260 couplé à un détecteur à barrette de diodes. Avant l'analyse, la solution d'échantillon fraîchement préparée a été filtrée à travers une membrane en nylon 0.45 um. La séparation a été réalisée à l'aide d'une colonne Reprosil-Pur Basic C18 （5 μm, 4,6 × 250 mm, Allemagne） maintenue à 35 degrés. Le volume d'injection était de 5,0 μL, le débit était de 1,0 mL/min et la longueur d'onde de détection était fixée à 280 nm. Les phases mobiles étaient de l'eau acidifiée avec de l'acide formique à 0,1 % (phase A) et de l'acétonitrile (phase B), l'élution à gradient linéaire a été effectuée comme suit :0-3 min, 20 % B ;3-10 min, 40 pour cent B ;10-15 min, 60 % B ;15-20 min, 100 % B.

3.8. Culture cellulaire et viabilité cellulaire

Des cellules HepG2 de cancer du foie humain ont été achetées auprès de la Kunming Cell Bank (Kunming, Chine). Les cellules HepG2 ont été cultivées dans du DME additionné de 1 % de pénicilline-streptomycine et de 10 % de sérum bovin fœtal dans une atmosphère de 5 % de CO et 95 % d'air à 37 degrés. Lorsque les cellules ont été incubées à une densité appropriée (environ 80 %), ils ont été traités avec le contrôle positif (Vc) et les composés isolés pour d'autres expériences.

La viabilité cellulaire a été déterminée par test MTT pour évaluer la cytotoxicité de chaque échantillon [29]. Les cellules à une densité de 1 × 104 cellules par puits ont été ensemencées dans une plaque à puits 96- et laissées incuber pendant 24 h. Chaque composé (préparé en quatre doses de 50 à 200 ug/mL) a été ajouté à chaque puits pendant 20 h. Ensuite, les cellules ont été traitées à l'aide d'une solution MTT avec une concentration finale de 4 h. Le milieu avec MTT a été retiré et 200 μL de DMSO a été ajouté pour dissoudre le formazan L'absorbance a été enregistrée à 570 nm par un lecteur de microplaque Les résultats ont démontré que chaque composé était non toxique pour les cellules HepG2 aux concentrations testées.

3.9.Inhibition de la génération de ROS dans les cellules HepG2 induites par H2O2-

Des cellules HepG2 induites par H,O ont été utilisées pour déterminer l'effet inhibiteur sur la production de ROS [3]. Des cellules HepG2 (cellules de 1,0×10 degré par puits) ont été ensemencées dans une plaque 6-puits et co-cultivées avec des composés isolés avec 50 ug/mL et Vc（8ug/ mL）. Après incubation pendant 20 h, le milieu a été retiré et 2 μL de H, O, (0,5 mM) ont été ajoutés à chaque puits pendant 6 h supplémentaires. À la fin de l'expérience, les cellules ont été marquées avec 2 μL de DCFH-DA (10 mM) dans l'obscurité à 37 degrés pendant 20 min. L'absorbance a été enregistrée par cytométrie en flux (Guava easy yet 6-2L, Millipore, Billerica, Massachusetts, MA, USA).

3.10. Détermination de l'apoptose cellulaire

L'effet protecteur de chaque composé sur l'apoptose induite par H2O2- des cellules HepG2 a été déterminé à l'aide d'un kit d'apoptose d'annexine humaine VFITC/PI [38]. Les cellules HepG2 ont été prétraitées avec ou sans composés isolés pendant 48 h. Après incubation, 100 μL du tampon de liaison ont été ajoutés aux cellules et les cellules ont réagi dans l'obscurité avec 10 μL d'annexine V-FITC pendant 5 min à température ambiante et avec 10 μL d'iodure de propidium （PI） dans un bain de glace pendant 5 minutes. min, successivement. L'apoptose cellulaire a été immédiatement analysée par cytométrie en flux.

3.11.Analyse statistique

Toutes les expériences ont été réalisées en triple. Toutes les valeurs sont exprimées en moyenne ± écart type (SD). Les différences au sein et entre les groupes ont été analysées à l'aide d'une analyse de variance à un facteur (ANOVA) suivie du test de Tukey. La différence a été considérée comme statistiquement significative à p<0.05. all="" analyses="" were="" performed="" using="" origin="" 2019b="" software="" (originlab,="" northampton,="" ma,="">

4. Conclusions

Dans cette étude, différentes fractions de feuilles d'A.fragrans ont été fractionnées et leurs TPC et TFC ont été analysés. Sous isolement guidé par l'activité antioxydante, des composés 1-7, dont quatre glycosides flavonoïdes (1-4) et deux flavonoïdes (5 et 6), ont été isolés et identifiés à partir de feuilles d'A. fragrans, ce qui suggère que cette espèce est riche dans les composés flavonoïdes. Les composés 2, 5 et 6 ont montré une activité antioxydante significative dans les tests DPPH, ABTS radical piégeage et FRAP. De plus, ils ont visiblement empêché les dommages causés par le stress oxydatif grâce à une diminution de la teneur en ROS et de l'apoptose cellulaire dans les cellules HepG2 induites par H2O2-. Selon ces résultats, les composés polyphénoliques, en particulier les flavonoïdes, ont un pouvoir antioxydant considérable en raison de leurs groupements hydroxyles phénoliques. De plus, le composé 2, possédant la fraction glycoside et trois groupes hydroxyle phénoliques, était le principal composant antioxydant avec la teneur la plus élevée des feuilles d'A. fragrans. Le composé 6 a présenté la meilleure activité antioxydante, ce qui peut être une contribution majeure à l'activité d'A.fragrans. De plus, les extraits d'A.fragrans pourraient servir de source naturelle réalisable d'antioxydants dans des boissons santé prometteuses. L'étude sur les composés des feuilles d'A. fragrans suggère que ceux-ci pourraient servir de thé antioxydant sain pour traiter les dommages cellulaires induits par le stress oxydatif et pourraient servir de suppléments nutritionnels appliqués dans l'industrie alimentaire et de la santé.

Cet article est extrait de Molecules 2021, 26, 3690. https://doi.org/10.3390/molecules26123690 https://www.mdpi.com/journal/molecules