L'utilisation alimentaire de sources de méthionine et de Bacillus Amyloliquefaciens CECT 5940 influence les performances de croissance, l'histologie hépatopancréatique, la digestion, l'immunité et le microbiote digestif de Litopenaeus Vannamei nourri avec un régime réduit en farine de poisson
Oct 30, 2023
Résumé simple: L'expansion accélérée de l'élevage de crevettes nécessite des sources de protéines à haute valeur nutritionnelle pour formuler des aliments répondant aux besoins nutritionnels des crevettes. La farine de poisson (FM) est la principale source de protéines pour les formulations d'aliments pour l'aquaculture. Cependant, son offre limitée et son coût élevé encouragent la recherche sur des sources alternatives de protéines afin de formuler des aliments plus rentables qui contribuent à la durabilité de l'aquaculture. La farine de soja (SBM) et la farine de sous-produits de volaille (PBM) ont été utilisées comme sources de protéines pour remplacer la farine de poisson, mais leur déséquilibre en acides aminés essentiels contribue à de faibles performances de croissance des crevettes et affecte la santé des crevettes. Par conséquent, le but de l'étude était d'évaluer l'effet du remplacement de la FM par le SBM et le PBM dans les régimes supplémentés en DL-Met, MET-MET (AQUAVI®), Bacillus amyloliquefaciens CECT 5940 (ECOBIOL®) et leurs combinaisons sur performances de croissance et santé des juvéniles Litopenaeus vannamei. Les résultats ont montré que le FM pouvait être partiellement remplacé par le SBM et le PBM dans les aliments pour crevettes complétés par 0,19 % de MET-MET ou 0,06 % de MET-MET plus 0,10 % de B. amyloliquefaciens CECT 5940 sans affectant négativement les performances de croissance et le bien-être de Litopenaeus vannamei. Ces résultats pourraient être intéressants pour développer des aliments à faible teneur en farine de poisson et contribuer à la durabilité de l’aquaculture.
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Abstrait:Un essai d'alimentation de {{0}} semaines a étudié l'effet du remplacement de la farine de poisson (FM) par de la farine de soja (SBM) et de la farine de sous-produits de volaille (PBM) dans des régimes supplémentés en DL-Met, MET-MET (AQUAVI ®), Bacillus amyloliquefaciens CECT 5940 (ECOBIOL®) et leurs combinaisons sur les performances de croissance et la santé des juvéniles Litopenaeus vannamei. Au total, six régimes expérimentaux ont été formulés en fonction des besoins nutritionnels de L. vannamei. Un total de 480 crevettes (0,30 ± 0.04 g) ont été réparties au hasard dans 24 réservoirs (4 répétitions/chaque régime , 20 crevettes/réservoir). Les crevettes ont été nourries avec un régime témoin (CD ; 200 g/Kg de farine de poisson) et cinq régimes avec 50 % de remplacement de FM complétés par différentes sources de méthionine, un probiotique (B. amyloliquefaciens CECT 5940) et leurs combinaisons : D1 (0,13 % DL-MET), D2 (0.06 % MET-MET), D3 ({{ 69}},19 % MET-MET), D4 (0,13 % DL-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940 et D5 (0,06 % MET-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940). Les crevettes nourries avec D3 et D5 avaient Un gain de poids final hebdomadaire et une biomasse finale significativement plus élevés par rapport aux crevettes nourries avec du CD (p < 0,05). Les crevettes nourries entre J2 et D5 ont augmenté la hauteur des cellules épithéliales de l'hépatopancréas (p < 0,05). Les activités enzymatiques digestives ont été significativement augmentées chez les crevettes nourries avec du D3. (p < 0,05). Pendant ce temps, les crevettes nourries avec D1 présentaient une régulation négative significative des gènes liés au système immunitaire (p < 0,05). De plus, les crevettes nourries avec D3 et D5 augmentaient l'abondance de micro-organismes procaryotes bénéfiques tels que Pseudoalteromonas et Demequina liés au métabolisme des glucides et au système immunitaire. stimulation. En outre, les crevettes nourries avec D3 et D5 ont augmenté l'abondance de micro-organismes eucaryotes bénéfiques, car Aurantiochytrium et Aplanochytrium étaient liés à la production d'acide eicosapentaénoïque (EPA) et d'acide docosahexaénoïque (DHA), qui jouent un rôle dans la promotion de la croissance ou dans le renforcement de l'immunité des organismes aquatiques. Par conséquent, la farine de poisson pourrait être partiellement remplacée jusqu'à 50 % par du SBM et du PBM dans les régimes supplémentés par 0,19 % de MET-MET (AQUAVI®) ou 0,06 % de MET-MET (AQUAVI®) plus 0,10 % de B. amyloliquefaciens CECT 5940 (ECOBIOL®). et améliorer les performances productives, la santé et l'immunité des crevettes blanches. Des recherches supplémentaires sont nécessaires pour étudier les effets synergiques des acides aminés et des probiotiques dans les régimes alimentaires des crevettes d'élevage, ainsi que pour évaluer comment le SBM et le PBM influencent la composition en acides gras des régimes alimentaires réduits en farine de poisson et la qualité des muscles des crevettes. Néanmoins, ces informations pourraient être intéressantes pour développer des aliments à faible teneur en farine de poisson pour l'aquaculture sans affecter la croissance et le bien-être des organismes aquatiques.
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Mots-clés : Litopenaeus vannamei; nutrition des crevettes; substitut de farine de poisson; la méthionine; les probiotiques ; performance; santé; microbiote
1. Présentation
L'élevage de crevettes a produit près de 11,2 millions de tonnes en 2022 et la crevette blanche du Pacifique (Litopenaeus vannamei) était l'espèce la plus représentative avec 52 % de la production totale [1]. La durabilité et la rentabilité de la production aquacole nécessitent la fourniture de matières premières à haute valeur nutritionnelle pour une formulation alimentaire répondant aux besoins nutritionnels des crevettes d'élevage [2,3]. La farine de poisson est l'ingrédient principal des aliments pour poissons en raison de sa haute valeur nutritionnelle [4]. Cependant, l’offre limitée et le coût élevé de la farine de poisson nécessitent la recherche de sources alternatives d’aliments plus rentables et contribuant à la durabilité de l’aquaculture [5,6]. Des études antérieures, principalement axées sur les performances productives des crevettes, ont rapporté que la farine de poisson peut être partiellement remplacée par diverses sources animales et végétales [6]. Parmi les sources de protéines végétales, la farine de soja a une teneur élevée en protéines. Cependant, la présence de facteurs anti-nutritionnels, une mauvaise digestibilité et un déséquilibre des acides aminés essentiels (EAA) affectant le microbiote digestif, provoquent une réponse inflammatoire des organes digestifs, une faible productivité et affectent la réponse immunitaire de l'organisme aquatique [5,7, 8]. La farine de sous-produit de volaille est une source animale riche en protéines et déficiente en méthionine et en lysine. Par conséquent, son utilisation dans des aliments à teneur réduite en farine de poisson pourrait affecter la croissance et le bien-être des organismes aquatiques [9]. La méthionine est un EAA rare dans les aliments aquatiques à faible teneur en farine de poisson et est nécessaire à la croissance normale [10], à la synthèse des protéines [11] et à la fonction immunitaire [12] des organismes aquatiques. Par conséquent, une supplémentation en méthionine dans les aliments pauvres en farine de poisson est nécessaire pour équilibrer les acides aminés et réduire les impacts négatifs sur la croissance et le métabolisme des organismes aquatiques d'élevage [13]. Une variété de ressources de méthionine sont disponibles dans le commerce, comme un mélange racémique d'isomères D-Met et L-Met appelé DL-méthionine (DL-Met) et un mélange de quatre stéréoisomères différents de méthionine (LD-Met-Met, DL-Met -Met, LL-Met-Met et DD-Met-Met) commercialisés sous le nom d'AQUAVI® (Met-Met) [10]. Cependant, AQUAVI® possède de meilleures propriétés physicochimiques telles qu'une très faible solubilité dans l'eau et une absorption plus élevée que le DL-Met [10,14]. D'autre part, il a été rapporté que la supplémentation en probiotiques (Bacillus subtilis) avait des effets positifs sur les performances de croissance et la santé des crevettes blanches (L. vannamei) et du ouaouaron (Lithobates catesbeianus) nourris avec une faible quantité de farine de poisson [15,16]. Les probiotiques sont des micro-organismes vivants utilisés dans les aliments aquacoles en raison de leur capacité à améliorer l’utilisation des aliments, la digestion enzymatique, la prévention des agents pathogènes, la réponse immunitaire et la croissance [15]. Par conséquent, l’inclusion de probiotiques dans les aliments à teneur réduite en farine de poisson pourrait améliorer la santé et le bien-être des organismes aquatiques [16]. Les bactéries Bacillus sont largement utilisées en aquaculture comme probiotiques car elles ont la capacité de produire des composés antimicrobiens et des exoenzymes qui améliorent la digestion des nutriments, l'inhibition des agents pathogènes, la modulation de la réponse immunitaire, le maintien de l'intégrité intestinale et, par conséquent, les performances de croissance (17). B. amyloliquefaciens a une activité antibactérienne et produit des enzymes digestives qui soutiennent la digestion [18].
Pour cette raison, des sources alternatives à la farine de poisson, combinées à de nombreux additifs, ont été utilisées dans les aliments aquacoles pour garantir un apport en nutriments essentiels, améliorer les performances productives, préserver la composition physico-chimique de l'alimentation et maintenir la qualité de l'environnement aquatique [19]. Par conséquent, les régimes pauvres en farine de poisson complétés par différentes sources de méthionine et de B. amyloliquefaciens ont amélioré les performances de croissance et l'efficacité alimentaire des organismes aquatiques d'élevage [3,7,8,20,21]. En outre, B. amyloliquefaciens CECT 5940 et ses effets ont été rapportés sur les performances de croissance et la santé des poulets de chair [22] et du tilapia du Nil (Oreochromis niloticus) [21]. Cependant, peu d’études ont validé les effets d’un régime pauvre en farine de poisson et d’additifs sur la santé digestive et la réponse immunitaire des crevettes. Par conséquent, l'objectif principal de cette étude était d'évaluer l'effet du remplacement de la FM par SBM et PBM dans des régimes supplémentés en DL-Met, MET-MET (AQUAVI®), B. amyloliquefaciens CECT 5940 (ECOBIOL®) et leurs combinaisons sur la croissance. performance, histologie hépatopancréatique, activité enzymatique digestive, réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire et composition microbienne du système digestif des crevettes blanches juvéniles du Pacifique (L. vannamei).
2. Matériels et méthodes
2.1. Préparation de régime expérimental
Au total, six régimes expérimentaux ont été formulés selon les besoins nutritionnels de L. vannamei [23] et les recommandations du fabricant (groupe Aqua R&D d'Evonik). Le régime témoin (CD) a été formulé pour contenir un mélange de protéines FM (39 %), de protéines SBM (53 %) et de protéines PBM (8 %), comme un régime alimentaire commercial typique pour les crevettes. Le SBM et le PBM étaient les principales sources alternatives de protéines pour remplacer la FM, tandis que la farine de blé était utilisée comme liant et ingrédient de remplissage. L'huile de poisson a été utilisée comme principale source de lipides pour satisfaire les besoins en acides gras essentiels des crevettes. Le CD contenait 2{{10}}0 g/Kg de farine de poisson sans aucune supplémentation. Les cinq autres régimes (D1 à D5) dans lesquels SBM et PBM remplaçaient la FM à 5 0 % étaient complétés par différentes sources de méthionine, B. amyloliquefaciens, et leurs combinaisons. D1 : 0,13 % DL-MET, D2 : 0.06 % MET-MET (AQUAVI®), D3 : 0,19 % MET-MET (AQUAVI®), D4 : 0,13% DL-MET plus 0,10% B. amyloliquefaciens CECT 5940 (ECOBIOL®) et D5 : 0,06% MET-MET (AQUAVI®) plus 0,10% B. amyloliquefaciens CECT 5940 (ECOBIOL®). De plus, le rapport de stabilité de l'eau a été évalué en tant que caractéristique physique d'un régime alimentaire par une méthode décrite précédemment [24]. La formulation, la composition immédiate et les valeurs de stabilité de l'eau des régimes expérimentaux sont présentées dans le tableau 1.
Tableau 1. Ingrédients et composition approximative des régimes expérimentaux (g/kg de poids sec).
Tableau 1. Suite
2.2. Crevettes, essai d'alimentation et prélèvement d'échantillons
Le juvénile L. vannamei a été obtenu dans un élevage de crevettes de Sonora, au Mexique. Les crevettes étaient exemptes d'agents pathogènes selon les procédures décrites dans le Manuel des tests de diagnostic pour les animaux aquatiques de l'Organisation mondiale de la santé animale [25]. Avant l'essai d'alimentation, toutes les crevettes ont été acclimatées en laboratoire d'aquaculture dans des réservoirs de 1500- L avec de l'eau de mer dans des conditions contrôlées (température 30 ± 0,5 ◦C, oxygène dissous supérieur ou égale à 4 mg/L, salinité 37 g/L, pH supérieur ou égal à 7 et photopériodes de 12 heures lumière) et nourris avec un aliment commercial pendant 7 jours. Au début, 480 crevettes saines (0,30 ± 0,02 g) ont été mises à jeun pendant 24 h et réparties au hasard dans 24 réservoirs circulaires (le volume est de 150 L) à une densité de 20 crevettes par réservoir (équivalente à une densité de 133 crevettes/m3 ). Il y avait quatre réservoirs répétés attribués au hasard pour chaque traitement diététique. Les crevettes ont été nourries à satiété avec une ration initiale de 12 % de leur biomasse divisée en trois rations au cours de la journée (8 :00, 13 :00 et 16 :00 h) pendant 56 jours, ajusté quotidiennement en fonction de la présence ou de l'absence d'aliment résiduel. La température (27,84 à 28,36 ◦C), la salinité (36,98 à 37,07 g/L), l'oxygène dissous (4,00 à 5,17 mg/L) et le pH (7,41 à 7,84) ont été enregistrés. Chaque jour, 30 % de l'eau était changée. Les aliments non consommés, les excréments, les mues et les crevettes mortes étaient retirés quotidiennement. Après un essai d'alimentation et une période de jeûne de 24 h, trois crevettes ont été échantillonnées au hasard dans chaque répétition pour obtenir 400 µL d'hémolymphe pour l'analyse de l'expression génique (26). Les crevettes préalablement saignées ont été disséquées de manière aseptique pour obtenir leurs intestins entiers et leur hépatopancréas, puis ont été conservées à -80 ◦C jusqu'à l'activité enzymatique digestive et l'analyse du microbiome. De plus, douze crevettes entières (trois crevettes/répétition) ont été échantillonnées au hasard à partir de chaque traitement et fixées dans une solution AFA Davidson pour analyse histologique.
2.3. Performance de croissance
Toutes les crevettes ont été pesées et comptées pour calculer les performances de croissance selon les équations rapportées par des études précédentes [27-29].
Poids final=(Σ Poids individuel final)/Nombre final de crevettes. Gain de poids hebdomadaire=(Poids final − Poids initial)/Nombre de semaines. Taux de croissance spécifique=100 × (ln poids final − ln poids initial)/jours d'expérience. Taux de survie=100 × (Nombre final de crevettes/Nombre initial de crevettes). Biomasse finale=Poids final × Nombre final de crevettes. Consommation alimentaire=Entrée alimentaire (poids sec) - Aliments collectés (poids sec). Taux de conversion alimentaire=Consommation alimentaire/Biomasse finale.
2.4. Histologie de l'hépatopancréas
Les échantillons d'hépatopancréas de crevettes fixés dans la solution de Davidson ont été traités selon la méthode décrite par Bell et Lightner [30]. Des coupes histologiques d'une épaisseur de 4 µm ont été découpées à l'aide d'un microtome rotatif (LEICA RM2115RT). La coloration des tissus, l'observation des lames et la numérisation des images ont été réalisées selon la méthode décrite par Casillas-Hernández [31]. Les images de tissus ont été utilisées pour mesurer la hauteur des cellules de l'hépatopancréas à l'aide du système d'image numérique Image-Pro Premier, logiciel v9.0 (Media Cyvernetics Inc., Rockville, MD, USA).
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2.5. Activité des enzymes digestives
Les intestins et l'hépatopancréas ont été homogénéisés séparément dans un rapport de 1 0 % avec une solution saline à 0,9 % et centrifugés à 3 500 tr/min pendant 10 min à 4 ◦C, et le surnageant a été immédiatement analysé pour des tests d'enzymes digestives avec un lecteur de microplaques (Bio -Rad, Hercules, Californie, États-Unis). Les activités protéase et lipase ont été testées à l'aide d'un kit commercial (Sigma-Aldrich®, Louis, MO, USA). L'activité amylase a été mesurée en utilisant de l'amidon soluble comme substrat (32). La concentration totale en protéines solubles a été déterminée par le principe de liaison protéine-colorant en utilisant l'albumine sérique bovine comme étalon (33). Les tests ont tous été effectués sur trois échantillons répétés. Les activités des enzymes digestives sont exprimées en U/mg de protéine.
2.6. Réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire
L'hémolymphe a été centrifugée à 3500 tr/min pendant 10 min à 4 ◦C pour séparer les hémocytes du plasma. L'ARN total des hémocytes a été extrait avec le réactif TRIzol (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA) et traité avec de la DNase sans ARN (Promega®, Madison, WI, USA). L'ADNc a été synthétisé avec de l'ARN total (500 ng) à l'aide du système de transcription inverse ImProm-II ™ (Promega®) et de l'oligo d (T) 20 (T4OLIGO). La synthèse de l'ADNc a été réalisée par transcription inverse à 42 ◦C pendant 60 min ; puis la transcriptase inverse a été inactivée à 70 ◦C pendant 15 min pour arrêter la réaction. L’ADNc a été dilué avec 80 µL d’eau ultrapure et 5 µL ont été utilisés comme modèle pour la réaction PCR quantitative en temps réel (qPCR). La réponse transcriptionnelle a été analysée à partir de cinq gènes liés au système immunitaire et de la -actine comme gène de référence (Tableau 2) [34]. La qPCR a été réalisée sur un système de PCR en temps réel StepOne (Thermo Fisher Scientific) à l'aide du kit SensiFAST™ SYBR® Hi-ROX (Bioline™, Londres, Royaume-Uni). Les conditions de qPCR étaient une dénaturation initiale à 95 ◦C pendant 10 min, suivie de 40 cycles de dénaturation à 95 ◦C pendant 15 s et un recuit/extension à 60 ◦C pendant 1 min. Une analyse de la courbe de dissociation (60–95 ◦C) à un taux de transition de température de 0,5 ◦C/s a été réalisée pour chaque paire d'amorces. La méthode de quantification relative a été utilisée pour l'analyse de l'expression génique selon Rodriguez-Anaya [35] et Casillas-Hernández [36].
Tableau 2. Amorces spécifiques utilisées pour la réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire de L. vannamei.
2.7. Extraction d'ADN et analyse de séquençage
L'ADN génomique de l'hépatopancréas et des intestins de 12 crevettes par traitement a été extrait à l'aide de Quick-DNA™ Fecal/Soil Microbe (Zymo Research, Irvine, CA, USA), en suivant les instructions du fabricant. La concentration d'ADN a été quantifiée à l'aide d'un spectrophotomètre NanoDrop 2000 (Thermo-Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) et la qualité de l'ADN a été évaluée par électrophorèse sur gel d'agarose (1%, p/v). Les échantillons d'ADN génomique ont ensuite été confiés au Laboratoire de génomique microbienne (CIAD, Mexique) pour la préparation et le séquençage de la bibliothèque d'ADN à l'aide des protocoles standard Illumina pour l'amplification (37). En bref, la région variable V4 des gènes d'ARNr 16S et d'ARNr 18S a été amplifiée par PCR avec les amorces suivantes à l'aide d'adaptateurs Illumina : 16S-V4_515F (50 - GTG CCA GCM GCC GCG GTA A{{ 13}} ), 16S-V4_806R (50 -TAA TCT WTG GGV HCA TCA GG-30 ), 18S-V9_Euk_1391F ( 50 -GTA CAC ACC GCC CGT C-30 ), et 18S-V9_EukBr (50 -TGA TCC TTC TGC AGG TTC ACC TAC-30 ). Enfin, les amplicons ont été quantifiés dans Qubit, mélangés dans un pool équimolaire et séquencés sur la plateforme Illumina Miniseq dans des conditions standards (300 cycles, 2 × 150).
2.8. Analyse bioinformatique
Les fichiers FASTQ issus de lectures appariées ont été analysés à l'aide du package DADA2 v1.24.0 [38]. Le flux de travail d'analyse de séquence comprenait le filtrage, la déréplication, l'inférence d'échantillons, l'identification de chimères et la fusion de lectures à extrémités appariées (PE) pour les regrouper en ASV (variantes de séquence d'amplicons). DADA2 inclut la méthode « naïve bayésienne » utilisant les bases de données SILVA pour la région 16S-V4 (silva_nr99_v138.1_train_set.fa) et la région 18S-V9 (silva_132.18s.99_rep_set.dada2.fa). Les informations taxonomiques ont été analysées avec Phyloseq V1.40.0 et le package microbiome v1.18.0 pour obtenir des valeurs de diversité et d'ordination alpha et bêta [37]. La diversité bêta a été réalisée sur la base de la distance UniFrac non pondérée et visualisée à l'aide d'un PCoA construit avec ggplot dans R. Enfin, les différences multivariées au niveau communautaire entre les groupes ont été quantifiées par analyse de variance multivariée permutationnelle (PERMANOVA) (39). Le tableau final des ASV des séquences 16S a également été utilisé comme entrée pour la prédiction métagénomique fonctionnelle à l'aide de PICRUSt (40). Le contenu de la voie KEGG obtenu par PICRUSt a été normalisé puis utilisé pour obtenir les prédictions fonctionnelles métagénomiques à différents niveaux hiérarchiques de KEGG (1, 2 et 3) (41). Le séquençage d'Illumina à l'aide d'amorces pour la région hypervariable V4 du gène de l'ARNr 16S a donné 976 065 lectures PE de 150 pb correspondant à l'intestin et à l'hépatopancréas de L. vannamei avec une moyenne de 81 338 lectures par échantillon. Après le processus de filtrage de qualité et l’élimination des chimères, une moyenne de 58 235 séquences par échantillon a été maintenue, équivalente à 71,6 %, et a été attribuée à 709 ASV. D'autre part, à partir du séquençage de l'ADNr V9-18S, 871 699 lectures PE de 150 pb ont été obtenues avec une moyenne de 72 642 par échantillon. Après le flux de travail d'analyse de séquence, les lectures ont été réduites d'environ 12,7 %. Cependant, lors de l'identification taxonomique et du regroupement ASV, la plupart des séquences correspondaient à l'ADN de l'hôte (L. vannamei), éliminant ainsi les échantillons de l'hépatopancréas. Ainsi, les données présentées sur la caractérisation du microbiote eucaryote correspondent aux micro-organismes présents dans l’intestin. L'ensemble de données utilisé était composé de 12 970 séquences attribuées à 43 ASV.
2.9. Analyses statistiques
Les résultats des performances de croissance, la hauteur des cellules de l'hépatopancréas, l'activité enzymatique digestive et la réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire ont été évalués par analyse de variance unidirectionnelle (ANOVA). Si une signification était observée, le test de Tukey était effectué pour comparer les moyennes. L'analyse statistique a été réalisée avec Statgraphics Centurion XVI. La signification a été fixée à des niveaux de probabilité de 95 %.
3. Résultats
3.1. Performance de croissance
Les valeurs de performance de croissance sont présentées dans le tableau 3. Par rapport au CD, les valeurs de performance de croissance les plus élevées (poids final, gain de poids et biomasse finale) ont été observées avec les crevettes nourries avec D3 et D5, qui étaient significativement plus élevées que les crevettes nourries avec D1 (p < 0.05), mais sans différence statistique avec les crevettes nourries avec D2 et D4 et (p > 0.05). La valeur la plus faible du taux de conversion alimentaire a été observée avec les crevettes nourries au D3, mais aucune différence significative n'a été trouvée dans le FCR entre tous les traitements diététiques (p > 0.05). Alors que la consommation alimentaire a diminué de manière significative (p < 0,05) chez les crevettes nourries avec D1 et a augmenté de manière significative (p < 0,05) chez les crevettes nourries avec D5. Aucune différence significative n'a été trouvée dans le taux de survie entre tous les traitements diététiques (p > 0,05).
Tableau 3. Effet des régimes expérimentaux sur les performances de croissance de Litopenaeus vannamei.
3.2. Histologie hépatopancréatique
L'hépatopancréas des crevettes avait une structure bien organisée (Figure 1A). À l'exception des crevettes nourries avec D1, toutes les crevettes nourries avec un régime réduit en farine de poisson présentaient une hauteur de cellules épithéliales hépatopancréatiques plus élevée (p < 0,05) que les crevettes nourries avec CD (Figure 1B).
Figure 1. Histologie de l'hépatopancréas de crevettes L. vannamei nourries avec un régime témoin et un régime de remplacement de farine de poisson à 50 %. (A) Les micrographies lumineuses de coupes longitudinales (4 µm) d’hépatopancréas colorées à l’hématoxyline et à l’éosine montrent une structure bien organisée. Les flèches indiquent les structures normales des cellules épithéliales des tubules, y compris les cellules sécrétoires (cellules B). Barre d'échelle : 100 µm. (B) Cellules de hauteur épithéliale de l’hépatopancréas de crevette. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SE, les valeurs avec des lettres différentes sont significativement différentes (p < 0.05). Abréviations : Tubules (Tb), cellules épithéliales (EC) et cellules B (HpB). CD (20{{30}} g/Kg FM), D1 (0,13 % DL-MET), D2 (0,06 % MET-MET), D3 (0,19 % MET-MET) , D4 (0,13 % DL-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) et D5 (0,06 % MET-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940).
3.3. Activité des enzymes digestives
L'effet de différentes sources alimentaires de méthionine et de Bacillus amyloliquefaciens sur les activités enzymatiques digestives de l'intestin et de l'hépatopancréas provenant de régimes alimentaires réduits en farine de poisson nourris par L. vannamei est présenté dans le tableau 4. Les activités amylase, protéase et lipase de l'hépatopancréas provenant de crevettes nourries avec du D3 étaient significativement plus élevé (p < 0.05) que les crevettes nourries avec du CD, alors que les activités des enzymes digestives de l'intestin n'étaient pas influencées (p > 0.05). Dans l'hépatopancréas des crevettes nourries avec D1, la valeur la plus faible d'amylase et de lipase a été observée, tandis que dans l'intestin, les activités enzymatiques digestives avaient les valeurs les plus faibles, mais aucune différence significative (p > 0,05) n'a été observée par rapport aux crevettes nourries avec CD.
Tableau 4. Effet des régimes expérimentaux sur l'activité des enzymes digestives de Litopenaeus vannamei.
3.4. Réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire
La réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire de crevettes blanches nourries avec un régime alimentaire réduit en farine de poisson avec des additifs a été déterminée et comparée à celle des crevettes nourries avec du CD (Figure 2). À l'exception des crevettes nourries avec du D1, tous les gènes liés au système immunitaire analysés dans cette étude avaient une expression plus élevée que les crevettes nourries avec du CD. Hc et pPO étaient significativement (p < 0.05) régulés positivement chez les crevettes nourries avec D3 et D5. La LGBP était significativement (p < 0.05) régulée positivement chez les crevettes nourries avec D2 et D3. La MnSOD était significativement (p < 0,05) régulée positivement chez les crevettes nourries avec D2, D3 et D5. HSP60 était significativement (p < 0,05) régulé positivement chez les crevettes nourries avec du D5. Les valeurs les plus faibles de réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire ont été observées chez les crevettes nourries avec D1 par rapport à tous les traitements alimentaires.
Figure 2. Réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire de crevettes nourries avec un régime témoin et avec un régime de remplacement de farine de poisson à 5 0 %. (A) hémocyanine (Hc), (B) prophénoloxydase (pPO), (C) protéine de liaison aux lipopolysaccharides et aux glucanes (LGBP), (D) superoxyde de manganèse dismutase cytosolique (MnSOD) et (E) protéine de choc thermique 6{ {11}} (HSP60). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SE, les valeurs avec des lettres différentes sont significativement différentes (p < 0.05). Abréviations : CD (20{{30}} g/Kg FM), D1 (0,13 % DL-MET), D2 (0,06 % MET-MET), D3 (0,19 % MET- MET), D4 (0,13 % DL-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) et D5 (0,06 % MET-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940).
3.5. Analyse du microbiote digestif et prédiction fonctionnelle
L'analyse de la courbe de raréfaction a montré que les espèces observées par échantillon étaient suffisantes pour les séquences 16S-V4 (Figure 3A) et 18S-V9 (Figure 4A). Concernant la diversité alpha, les résultats 16S ont montré que les indices Chao1, Shannon et Simpsons de l'hépatopancréas étaient supérieurs à ceux des intestins (Figure 3B). D'autre part, les résultats 18S ont montré que tous les indices de diversité alpha diminuaient dans les intestins des crevettes nourries avec un régime pauvre en farine de poisson par rapport au témoin (Figure 4B). Cependant, il n’y avait aucune différence significative entre les traitements diététiques dans les résultats 16S et 18S.
Figure 3. Séquençage du gène de l'ARNr 16S des intestins et de l'hépatopancréas provenant d'un régime témoin nourri avec des crevettes et d'un régime alimentaire de remplacement de farine de poisson à 50 %. (A) Courbe de raréfaction, (B) Diversité alpha et (C) Structure du microbiote visualisée à l’aide de tracés d’analyse des coordonnées principales (PCoA). Abréviations : Intestin (I) et hépatopancréas (H). CD (200 g/Kg FM), D1 (0,13 % DL-MET), D2 ({{20}}.{{27 }}6 % MET-MET), D3 (0,19 % MET-MET), D4 (0,13 % DL-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) et D5 (0,06 % MET-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) ).
Les effets du régime expérimental sur la structure du microbiote ont été déterminés à l’aide de la distance UniFrac et visualisés à l’aide de tracés PCoA. Les résultats ont révélé une séparation nette entre les régimes expérimentaux, mais sans différences significatives dans les communautés procaryotes de l'intestin ou de l'hépatopancréas (Figure 3C) ainsi que dans le microbiote eucaryote de l'intestin (Figure 4C). Cependant, l'analyse de la diversité bêta a montré une séparation nette entre les communautés procaryotes de l'intestin et de l'hépatopancréas (Figure 3C).
Figure 4. Séquençage du gène de l'ARNr 18S des intestins de crevettes nourries avec un régime témoin et des régimes de remplacement de farine de poisson à 50 %. (A) Courbe de raréfaction, (B) Diversité alpha et (C) Structure du microbiote visualisée à l’aide de tracés d’analyse des coordonnées principales (PCoA). Abréviation : Intestin (I). CD (200 g/Kg FM), D1 (0,13 % DL-MET), D2 ({{20}}.{{27 }}6 % MET-MET), D3 (0,19 % MET-MET), D4 (0,13 % DL-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) et D5 (0,06 % MET-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) ).
Sur la base des résultats du microbiote procaryote, un total de 19 phylums bactériens différents ont été identifiés. Les protéobactéries constituaient le phylum dominant dans l'intestin des crevettes, tandis que les Protéobactéries et les actinobactéries étaient les phylums dominants dans l'hépatopancréas des crevettes. Dans les intestins de crevettes nourris avec D3 et D5, une augmentation de l'abondance relative des Actinobactéries a été observée, tandis que l'abondance relative des Bacteroidota a été légèrement diminuée. Dans les atopancréas d'hépatite de crevette nourris avec D1, D2 et D4, une légère augmentation de l'abondance relative de Bacteroidota a été observée, tandis que chez les hépatopancréas de crevettes nourris avec D3 et D5, l'abondance relative d'actinobactéries a augmenté (Figure 5A). Au niveau du genre, Pseudoalteromonas était le plus répandu dans l'intestin des crevettes, tandis que Demequina était le plus répandu dans l'hépatopancréas des crevettes. Demequina présentait une faible augmentation de l'intestin des crevettes nourries avec D3 et D5, tandis que Lysinimicrobium et Ruegeria présentaient une augmentation dans l'hépatopancréas des crevettes nourries avec D3 et D5 (Figure 5B). Les résultats des catégories fonctionnelles (KEGG niveau 2) ont montré que les séquences bactériennes étaient associées aux processus cellulaires et aux voies métaboliques (Figure 5C et tableau supplémentaire S1). Le métabolisme des acides aminés, le métabolisme des glucides, les cofacteurs et le métabolisme des vitamines étaient les plus abondants dans les voies métaboliques, tandis que la motilité cellulaire était plus abondante dans les processus cellulaires. Après suppression des lectures de séquençage de l’ADN de l’hôte, trois phylums du microbiote eucaryote ont été observés. Le phylum SAR (Stramenopiles, Alveolate y Rhizaria) était le plus répandu dans tous les intestins de crevettes, cependant une augmentation du phylum Opisthokonta a été observée dans les intestins de crevettes nourris avec du D5 (Figure 6A). Au niveau du genre, Aplanochytrium était le plus abondant dans l'intestin des crevettes nourries entre D2 et D5, mais l'abondance était nettement plus élevée en D5. Des alvéolés non cultivés ont été enrichis dans des intestins de crevettes nourris avec du CD. Auranti ochytrium était plus répandu entre D2 et D4, avec une abondance plus élevée en D3. Enfin, Ebria était plus abondante dans les intestins de crevettes nourries avec D1 (Figure 6B).
Figure 5. Microbiote procaryote des intestins et de l'hépatopancréas provenant d'un régime témoin nourri avec des crevettes et d'un régime alimentaire de remplacement de farine de poisson à 50 %. (A) Top dix de l’abondance des phylums. (B) Analyse Heatmap des 4 principaux genres 0 et (C) Analyse Heatmap de la prédiction des fonctions basée sur l'analyse des voies KEGG. Abréviations : intestin (I) et hépatopancréas (H). CD (200 g/Kg FM), D1 ({{20}},13 % DL-MET), D2 (0,06 % MET -MET), D3 (0,19 % MET-MET), D4 (0,13 % DL-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) et D5 (0,06 % MET-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940).
Figure 6. Microbiote eucaryote des intestins provenant d'un régime témoin nourri aux crevettes et d'un régime alimentaire de remplacement de farine de poisson à 5 0 %. (A) Abondance de phylums. (B) Analyse Heatmap de l’abondance des genres. Abréviation : intestin (I). SAR (Straménopiles, Alvéolés et Rhizaria). CD (200 g/Kg FM), D1 (0,13 % DL-MET), D2 (0.06 % MET -MET), D3 (0,19 % MET-MET), D4 (0,13 % DL-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940) et D5 (0,06 % MET-MET plus 0,10 % B. amyloliquefaciens CECT 5940).
4. Discussion
4.1. Performance de croissance
Des études antérieures ont évalué les effets de régimes alimentaires réduits en farine de poisson complétés par différentes sources alimentaires de méthionine sur les performances de croissance de L. vannamei, comme des aliments pour crevettes contenant 5 % à 10 % de farine de poisson et complétés avec un niveau compris entre {{15 }},15% et 1,7% de MET-MET (AQUAVI®) ou 3% de DL-MET [2,3,8,20,42,43]. Néanmoins, une étude avec des conditions d'élevage similaires utilisant des crevettes juvéniles (L. vannamei) d'un poids initial de 0,98 ± 0.02 g, a suggéré 0 0,20 % MET-MET (AQUAVI®) pour de meilleures performances de croissance lorsque les crevettes étaient nourries avec une alimentation réduite en farine de poisson [20]. Le DL-MET a été éprouvé sur des crevettes juvéniles d'un poids initial de 3,0 g, suggérant des niveaux compris entre 0.{{50}}6–0.3 0 % pour une bonne réponse productive lorsque les crevettes ont été nourries avec une alimentation réduite en farine de poisson [2]. D'autre part, les effets de B. amyloliquefaciens (104 et 1{{90}}3 UFC/mL) dissous dans l'eau d'un système de biofloc pour L. vannamei d'élevage ont été rapportés [44,45], mais il n'existe aucun rapport sur les effets de ce probiotique supplémenté dans une alimentation réduite en farine de poisson sur les performances de croissance de L. vannamei. Par conséquent, cette étude a évalué l'effet du remplacement du FM par le SBM et le PBM dans les régimes alimentaires des crevettes complétés par 0,13 % de DL-MET (D1), 0,06 % de MET-MET (D2), 0,19 % de MET-MET (D3) et selon les recommandations du fabricant, nous avons utilisé des combinaisons de 0,13 % de DL-MET plus 0,1 % de B. amyloliquefaciens CECT 5940 (équivalent à 109 UFC/g) (D4) et 0,06 % de MET-MET plus 0,1 % de B. amyloliquefaciens CECT 5940 (D5). Tous les régimes réduits en farine de poisson, complétés par des sources de méthionine et des probiotiques, ont montré de bonnes valeurs de stabilité de l'eau. Par conséquent, les régimes réduits en farine de poisson évalués dans cette étude sont conformes aux rapports précédents et tous les traitements diététiques ont montré une bonne réponse aux performances de croissance des crevettes. Néanmoins, les crevettes nourries avec D1 avaient des paramètres de performance inférieurs, tandis que les crevettes nourries avec D3 et D5 avaient des paramètres de performance plus élevés. La faible performance de croissance significative des crevettes nourries avec D1 peut être liée à une mauvaise consommation alimentaire due à une carence en méthionine entraînant une réduction de l'appétence des aliments aquatiques réduits en farine de poisson [20]. Les performances de croissance élevées des crevettes D3 par rapport aux crevettes nourries avec D1 et D2 pourraient être dues à la carence et à la source de méthionine. Ce qui précède peut être dû au fait qu'il a été rapporté que le dipeptide MET MET a une faible solubilité dans l'eau et une biodisponibilité élevée, qui peuvent être utilisées efficacement par les crevettes, favorisant de meilleures valeurs de performances de croissance [2,10,14]. Les crevettes nourries avec du D5 ont également présenté des performances de croissance élevées, même avec le même niveau et la même source de méthionine dans D2, mais avec l'ajout de 0,10 % de B. amyloliquefaciens CECT 5940. Les performances de croissance élevées pourraient être dues aux propriétés bénéfiques du probiotique, qui incluent une activité antimicrobienne et production de -amylase, de cellulase et de protéase qui augmentent la digestibilité et l'absorption des nutriments [46]. De plus, une étude antérieure a rapporté que B. amyloliquefaciens est un producteur de méthionine [47] et cela pourrait contribuer au maintien de l'équilibre de cet EAA dans le D5. De plus, il a été rapporté qu'un mélange d'additifs alimentaires pourrait améliorer l'efficacité des performances de croissance des organismes aquatiques [48-50] et des poulets de chair [51]. Par conséquent, le remplacement de 50 % de FM par SBM et PBM dans les régimes complétés par 0,19 % de MET-MET et 0,06 % de MET-MET plus 0,10 % de B. amyloliquefaciens CECT 5940 pourrait améliorer l'utilisation des nutriments et, par conséquent, les performances de croissance des crevettes. Il est important de noter que le SBM et le PBM ont des niveaux élevés d'acides gras, mais n-3 acides gras polyinsaturés à longue chaîne sont déficients en ces sources de protéines (52). Dans ce contexte, des recherches supplémentaires sont nécessaires pour déterminer comment l’utilisation du SBM et du PBM influence la composition en acides gras des régimes alimentaires réduits en farine de poisson et la qualité musculaire des crevettes.
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4.2. Histologie hépatopancréatique
L'hépatopancréas des crevettes est un organe digestif et joue un rôle important dans la sécrétion d'enzymes digestives, le transport, le stockage et l'absorption des nutriments. Sa fonction est donc essentielle à la croissance et à la santé des crevettes [30,53]. Cependant, il a été rapporté qu'un régime alimentaire réduit en farine de poisson peut modifier la morphologie structurelle des organes digestifs et altérer les conditions physiologiques des organismes aquatiques, entraînant un retard de croissance (54). L'histologie hépatopancréatique a été analysée comme indicateur de la performance de croissance, de la santé et de l'état nutritionnel des crevettes. Aucun dommage à la structure de l'hépatopancréas n'a été observé, les cellules B étaient les cellules hépatopancréatiques les plus répandues et leur hauteur épithéliale a augmenté de manière significative dans tous les traitements alimentaires, à l'exception des crevettes nourries avec D1, qui ont eu une réponse similaire à celle du régime témoin. Les résultats suggèrent que l'hépatopancréas est sensible à l'inclusion de différentes sources alimentaires de méthionine et de B. amyloliquefaciens dans les régimes alimentaires réduits en farine de poisson, augmentant les cellules B, influençant la sécrétion d'enzymes digestives, l'absorption et l'assimilation des nutriments, ainsi que l'utilisation des aliments, comme indiqué dans d'autres études lorsqu'il est utilisé. sources alternatives et additifs de farine de poisson [53,55–58]. De plus, il a été rapporté qu'une supplémentation en méthionine pourrait diminuer les altérations de l'hépatopancréas en raison de sa carence dans les régimes pauvres en farine de poisson [8]. Par conséquent, selon l’analyse histologique, il n’y a aucune preuve de toxicité causée par des régimes alimentaires réduits en farine de poisson complétés par différentes sources alimentaires de méthionine et par B. amyloliquefaciens dans l’hépatopancréas de L. vannamei.
4.3. Analyse des enzymes digestives
L'activité digestive enzymatique est un processus physiologique qui améliore la digestion et l'absorption des nutriments et constitue donc un facteur clé pour favoriser les performances de croissance des crevettes (59). Néanmoins, des études antérieures ont rapporté que l'activité des enzymes digestives diminuait de manière significative avec des régimes réduits en farine de poisson sans supplémentation additive [60,61]. Les activités des enzymes digestives ont été utilisées comme indicateur de la fonction digestive des crevettes. Dans la présente étude, les crevettes nourries avec du D3 ont amélioré (p < 0,05) l'activité des enzymes digestives hépatopancréatiques par rapport à tous les groupes, et aucune différence significative n'a été trouvée dans l'activité des enzymes digestives intestinales. Dans l’ensemble, de faibles activités enzymatiques digestives ont été observées dans les deux organes des crevettes nourries au D1. En accord avec ces résultats, la supplémentation en méthionine a augmenté les activités des enzymes digestives chez la daurade rouge (Pagrus major) [62], la carpe herbivore (Ctenopharyngodon idella) [63], la crevette blanche (L. vannamei) [2,3,20] et poisson rohu (Labeo rohita) [59]. Les effets d'un aliment enrichi en B. amyloliquefaciens sur l'activité des enzymes digestives des crevettes n'ont pas été rapportés chez L. vannamei, mais il est connu que les probiotiques augmentent l'activité des enzymes digestives et améliorent l'utilisation des aliments et la digestion (64). De plus, plusieurs travaux ont évalué différents aliments aquacoles complétés par des additifs combinés à des probiotiques et ont montré une augmentation du processus digestif. [48,50]. Néanmoins, des incohérences dans les activités des enzymes digestives ont été mises en évidence chez les poulets de chair contenant des acides organiques, des probiotiques et des combinaisons, probablement en raison du niveau d'induction des additifs alimentaires et des combinaisons étant à des niveaux sous-optimaux (51). Cette étude a également signalé des incohérences dans l’activité des enzymes digestives hépatopancréatiques chez les crevettes nourries avec D3, D4 et D5. Cependant, les résultats suggèrent que la supplémentation mentionnée précédemment n’affecte pas la fonctionnalité digestive des crevettes.
4.4. Réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire
La réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire est très importante pour obtenir des données sur l'état de santé des crevettes [35]. Cependant, il a été rapporté que les régimes pauvres en farine de poisson altèrent la réponse immunitaire et antioxydante des crevettes en raison d'un déséquilibre des nutriments, de facteurs antinutritionnels élevés et d'une teneur en fibres qui affectent la prise alimentaire, l'appétence et la digestibilité (56, 65-67). Auparavant, nous avons étudié les effets de la source et du niveau de protéines sur les gènes liés au système immunitaire (Hc, pPO, LGBP), la capacité antioxydante (MnSOD) et la tolérance au stress (HSP60) et avons suggéré que les mécanismes de défense n'étaient pas affectés. lorsque les crevettes étaient nourries avec un régime contenant des protéines végétales (30 à 35 %) à des niveaux moyens (35). D’un autre côté, il a été rapporté que les régimes pauvres en farine de poisson ont des effets néfastes sur la réponse immunitaire des crevettes lorsque la farine de poisson est réduite de 250 g/kg à 100 g/kg [68]. Néanmoins, la réponse antioxydante a été modulée sans affecter le statut oxydatif du foie et de l'intestin lorsque le bar européen (Dicentrarchus labrax) a été nourri avec une faible quantité de farine de poisson complétée par un niveau de DL-Met 12 % inférieur à ses besoins établis (69). En outre, la réponse immunitaire et la capacité antioxydante ont été améliorées lorsque les crevettes blanches (L. vannamei) [8] et le tilapia du Nil (O. niloticus) [14] ont été nourris avec un régime pauvre en farine de poisson contenant 0,15 % de MET-MET. De plus, une étude a indiqué que le tilapia du Nil (O. niloticus) nourri avec un régime pauvre en farine de poisson et complété par Spirulina platensis et B. amyloliquefaciens avait une réponse immunitaire et une capacité antioxydante améliorées, mais une tolérance au stress diminuée (21). Les résultats de cette étude ont montré que les réponses transcriptionnelles des gènes liés à l'immunité, à la capacité antioxydante et à la tolérance au stress étaient améliorées lorsque les crevettes étaient nourries avec D2, D3, D4 et D5, ce qui est intéressant car cela indique que la supplémentation en méthionine et en probiotiques peut moduler positivement. les mécanismes de défense, diminuant les affectations causées par une faible alimentation en farine de poisson. En revanche, la faible réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire observée chez les crevettes nourries avec D1 pourrait être due à un déficit en méthionine. Cependant, compte tenu des performances productives, les meilleurs traitements alimentaires pourraient être le D3 et le D5 sans affecter la croissance et la santé des crevettes.
4.5. Analyse du microbiote digestif et prédiction fonctionnelle
Le système digestif des crevettes héberge des communautés de micro-organismes dominées par des bactéries, mais des micro-organismes eucaryotes peuvent également être présents, construisant un vaste écosystème microbien appelé microbiote [70]. Le microbiote du système digestif des crevettes influence l’immunité ou la résistance, la production de métabolites bénéfiques ainsi que la digestion et l’assimilation des nutriments [71,72]. L’alimentation est l’un des principaux facteurs environnementaux qui affectent le microbiote du système digestif des crevettes [73]. Cette étude a évalué les effets d'un régime pauvre en farine de poisson sur la diversité, la structure et l'abondance relative des micro-organismes procaryotes et eucaryotes de l'intestin et de l'hépatopancréas de L. vannamei à l'aide du séquençage 16S et 18S. Les résultats de l’étude suggèrent que la diversité et la structure du microbiote (procaryote et eucaryote) n’étaient pas différentes entre les traitements diététiques. Cependant, la comparaison de la diversité bêta a déterminé que le microbiote procaryote intestinal se regroupait séparément du microbiote procaryote hépatopancréatique, suggérant une niche écologique unique selon l'organe digestif des crevettes (74). Par conséquent, des micro-organismes spécialisés dans l’intestin et l’hépatopancréas aident à améliorer l’énergie que l’hôte obtient efficacement et les processus métaboliques nécessaires à la croissance, à la réponse immunitaire, à la digestion et à l’assimilation des nutriments (75). Comme cela sera expliqué ci-dessous, les résultats de l'étude suggèrent que l'abondance des micro-organismes procaryotes et eucaryotes pourrait augmenter et aider les crevettes à utiliser efficacement les nutriments provenant d'un régime pauvre en farine de poisson pour les processus métaboliques nécessaires à l'obtention de l'énergie, de la croissance, de l'immunité, de la digestion et de la nutrition. Selon l'abondance de procaryotes dans tous les échantillons d'intestins et d'hépatopancréas, le phylum le plus répandu était les protéobactéries, tandis que le phylum des actinobactéries était plus présent dans les échantillons d'hépatopancréas. Ces résultats sont conformes à une étude précédente [36], et il a également été décrit que ces phylums étaient dominants chez les crevettes juvéniles et adultes (Penaeus monodon) [76]. Les pseudoalteromonas appartenant au phylum des protéobactéries sont une enzyme digestive (protéases, amylases, -galactosidases et phospholipases) produisant un micro-organisme qui contribue à la digestion des nutriments des crevettes [77-79] ; il a également été rapporté qu'il contribue à la synthèse des acides gras polyinsaturés (AGPI) et des acides gras à chaîne courte (SCF) [80,81]. Ruegeria, appartenant au phylum des Protéobactéries, produit une activité de triestérase, contribuant aux processus digestifs de l'hôte ainsi qu'une activité antibactérienne contre Vibrio anguillarum (82). Les Demequina appartenant au phylum des Actinobacteria peuvent produire de la -amylase, de la xylanase et de la cellulase, qui sont impliquées dans l'absorption et l'utilisation des glucides [83–86]. Selon les profils chimiotaxonomiques et génomiques, Lysinimicrobium peut être considéré comme un synonyme subjectif de Demequina [87] et pourrait par conséquent avoir les mêmes contributions à l'activité des enzymes digestives et à la digestion des glucides. Le rôle des micro-organismes procaryotes dans le système digestif des crevettes est étroitement lié aux prédictions fonctionnelles de la base de données KEGG, à savoir le métabolisme des acides aminés, des glucides, des cofacteurs et des vitamines ainsi que la motilité cellulaire. La production digestive d'enzymes et la synthèse d'acides gras essentiels indiquent le rôle bénéfique du microbiote dans la santé et la stimulation immunitaire du système digestif des crevettes. De plus, les processus de motilité cellulaire tels que la chimiotaxie bactérienne et l'assemblage des flagelles pourraient aider les micro-organismes procaryotes à s'adapter à l'environnement digestif de l'hôte (88). Par conséquent, des régimes pauvres en farine de poisson, complétés par 0,19 % de MET-MET ou 0,06 % de MET-MET plus un probiotique (B. amyloliquefaciens) contribueraient au rôle bénéfique des communautés procaryotes dans le système digestif des crevettes.
Il était difficile de caractériser l'abondance des micro-organismes eucaryotes avec le séquençage du gène 18S car une grande quantité d'ADN de L. vannamei a été détectée dans cette étude. De plus, il est courant dans le métabarcoding de l'ADN fécal que l'ADN des microeucaryotes dans les selles soit dégradé plus rapidement que l'ADN de l'hôte et des étapes supplémentaires telles que le clivage ou le blocage de l'ADN de l'hôte à l'aide d'enzymes de restriction ou d'amorces bloquantes sont nécessaires avant ou après l'amplification [89 ]. Néanmoins, les résultats de l’étude donnent un aperçu des communautés microeucaryotes du système digestif des crevettes. Le phylum SAR était le plus abondant dans les intestins des crevettes nourries avec un régime pauvre en farine de poisson. L'Aurantiochytrium était plus abondant dans les intestins des crevettes nourries avec du D3, tandis que l'Aplanochytrium était plus abondant dans les intestins des crevettes nourries avec du D5. De plus, Ebria était le plus répandu dans l’intestin des crevettes nourries au D1. L'Aurantiochytrium est un producteur d'acide eicosapentaénoïque (EPA) [90] tandis qu'Aplanochytrium produit de l'acide docosahexaénoïque (DHA) [91]. Ces acides gras jouent un rôle essentiel en favorisant la croissance ou en renforçant l'immunité des organismes aquatiques ; de plus, l'EPA et le DHA aident les organismes aquatiques à réduire les facteurs inflammatoires et à réduire l'inflammation [90]. D’autre part, Ebria possède un squelette interne siliceux solide, ce qui pourrait entraîner une mauvaise digestion par les organismes aquatiques [92], ce qui pourrait diminuer les performances de croissance des crevettes nourries au D1. Les micro-organismes eucaryotes vivent comme commensaux ou mutualistes dans le système digestif et les tissus des invertébrés marins, mais il est probable qu'ils proviennent des eaux côtières utilisées pour irriguer l'étang à crevettes, comme décrit précédemment (93). Cependant, l’utilisation de régimes alimentaires respectueux de l’environnement et complétés par des additifs et des probiotiques pourrait contrôler la croissance des microalgues nocives dans le système digestif des crevettes et son environnement [94]. Ceci est en accord avec les résultats de l'étude, qui indiquent qu'un régime pauvre en farine de poisson complété par 0,13 % de DL-MET a augmenté l'abondance d'Ebria, affectant les performances productives et la santé des crevettes, tandis qu'un régime alimentaire complété par 0,19 % METMET ou 0,06 % de MET-MET plus 0,10 % de B. amyloliquefaciens contribuerait aux rôles bénéfiques des communautés eucaryotes dans le système digestif des crevettes.
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5. Conclusions
La farine de poisson pourrait être partiellement remplacée jusqu'à 50 % par du SBM et du PBM dans l'aliment pour crevettes complété par MET-MET et/ou B. amyloliquefaciens CECT 5940 sans effets néfastes sur les performances de croissance. Par rapport au régime témoin, les crevettes nourries avec un régime réduit à base de farine de poisson avec 0, 19 % de MTE-MET et 0,06 % de MET-MET plus 0,10 % de B. amyloliquefaciens CECT 5940 avaient respectivement 43 % et 40 % de biomasse finale en plus. De plus, les crevettes nourries avec un régime alimentaire réduit en farine de poisson et complétées par MET-MET et/ou B. amyloliquefaciens CECT 5940 présentaient une meilleure hauteur de cellules épithéliales de l'hépatopancréas, une meilleure activité des enzymes digestives, une meilleure réponse transcriptionnelle des gènes liés au système immunitaire et un microbiote bénéfique pour le système digestif. Des recherches supplémentaires sont nécessaires pour étudier les niveaux progressifs de sources de méthionine et les effets synergiques des acides aminés et des probiotiques dans les régimes alimentaires réduits en farine de poisson destinés aux crevettes d'élevage. En outre, il serait intéressant d'évaluer comment le SBM et le PBM influencent la composition en acides gras des régimes alimentaires réduits en farine de poisson et la qualité musculaire des crevettes. Néanmoins, ces informations pourraient être intéressantes pour développer des aliments à faible teneur en farine de poisson pour l'aquaculture sans affecter la croissance et le bien-être des organismes aquatiques.
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