Exploration du potentiel des extraits d'algues islandaises produits par extraction assistée par champs électriques pulsés aqueux pour des applications cosmétiques Partie 2

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2.5.4. Activité d'inhibition de la hyaluronidase

Tous les extraits d'algues présentaient des taux significativement élevésanti-hyaluronidaseactivité (tableau 4), montrant des résultats comparables aux solutions d'acide tannique (un inhibiteur bien connu de la hyaluronidase). Plus précisément, les extraits d'A. esculenta ont montré 100 % d'inhibition pour toutes les méthodes testées. De plus, les extraits d'U. Lactuca ont présenté des activités supérieures à 90 % d'inhibition, où l'inhibition des extraits produits par PEF (96,8 %) et la combinaison de PEF plus HW (97,3 %) était supérieure à l'inhibition produite par l'eau chaude traditionnelle. méthode 93,4 % )(p<0.05). all="" p.palmaria="" extracts="" exhibited="" similar="" activities="" (p=""><0.05), the="" inhibition="" of="" the="" extracts="" produced="" by="" pef="" was="" (91.9="" %)="" and="" the="" combination="" of="" pef+="" hw="" (89.5%)="" and="" the="" traditional="" hot="" water="" method="">

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D'autres auteurs ont également décrit l'activité anti-hyaluronidase de différents extraits d'algues, notamment pour les extraits riches enphlorotaninsd'algues brunes [73,74]. Cependant, à notre connaissance, c'est la première fois que des activités inhibitrices de la hyaluronidase des extraits de palmitate de P. et d'U.lactuca produits par PEF sont rapportées.

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L'acide hyaluronique est un composant majeur du derme, où il participe à la réparation des tissus, il se décompose avec l'âge, provoquant des rides et une perte de fermeté de la peau. En ce sens, les inhibiteurs de la hyaluronidase augmentent le niveau d'acide hyaluronique de la matrice extracellulaire dermique pour l'amélioration de l'apparence du vieillissementpeau du visage[13]. Par conséquent, les résultats de cette étude pourraient ouvrir de nouvelles voies pour l'exploitation des inhibiteurs naturels de la hyaluronidase à partir de ressources d'algues avec une utilisation potentielle dans les produits cosmétiques.

En résumé, les données recueillies nous ont permis de conclure que les extraits d'A.esculenta présentaient globalement de meilleures activités inhibitrices que P.palmaria et U. Lactuca vis-à-vis des enzymes testées. Ainsi, étant l'espèce d'algue la plus prometteuse avec d'excellentesanti-enzymatiqueactivités et il a donc été sélectionné pour des études ultérieures dans notre laboratoire. Bien que les extraits bruts d'A.esculenta semblent être de bons candidats pour des expériences in vitro, des études complémentaires doivent être menées pour élucider l'identité des métabolites responsables de ces effets biologiques.

2.6.Corrélations entre les composés chimiques et les propriétés bioactives

Les résultats de l'analyse en composantes principales (ACP) ont montré que la séparation principale des groupes était définie par PC1 et PC2, qui représentaient respectivement 71,9 % et 14,5 % de la variance des données (Figure 2). Les extraits d'A.esculenta étaient caractérisés par des teneurs plus élevées en flavonoïdes et en composés phénoliques, des effets inhibiteurs sur les enzymes (collagénase, tyrosinase et élastase) et des valeurs de DPPH et de FRAP, par rapport aux autres espèces, P. palmata et Ul. Lactuca. D'autre part, A. esculenta avait une teneur en glucides inférieure, en particulier par rapport au palmitate de P. (qui était situé du côté opposé du PC1). La variation des données le long du PC2 était principalement liée à ABTS ethyaluronidaseinhibition. Comme indiqué par l'emplacement sur la parcelle, P. palmata avait une corrélation plus forte avec ABTS alors que U. Lactuca était plus liée àhyaluronidaseeffets d'inhibition, par rapport à ces deux espèces.

Une corrélation positive élevée et significative entre TPC, TFC, DPPH, FRAP et les effets inhibiteurs sur la collagénase, l'élastase ettyrosinasea été démontrée par l'analyse de corrélation de Pearson (tableau 5).

Figure 2. Biplot de l'analyse en composantes principales (ACP) des charges factorielles (cercles noirs) et des scores pour les extraits d'algues (P. palmata : points bruns (en haut à droite) ; U. Lactuca : triangles verts (principalement en haut à gauche) ; A esculenta : carrés bleus (partie inférieure de la parcelle).

Ceci était en accord avec des études précédentes, rapportant que les composés phénoliques (y compris les flavonoïdes) sont les principaux contributeurs à l'activité antioxydante de diverses algues [75-77]. La forte activité antioxydante des extraits de macroalgues brunes a été liée à un groupe spécifique de polyphénols, les phlorotanins, et à leur structure moléculaire unique. Phlorotannis des algues brunes aurait jusqu'à huit anneaux phénoliques interconnectés qui agissent comme des pièges à électrons [78,79]. On s'attendait à ce que les ABT soient en corrélation avec le TPC, d'autres paramètres antioxydants. Les raisons possibles pourraient être que les méthodes sont basées sur des conditions de réaction différentes et que la réactivité diffère à la fois en termes de temps et de gamme de composants. Par exemple, le réactif ABTS réagit avec une gamme plus large deantioxydantsque le radical DPPH [80]. D'autre part, l'une des limitations mentionnées pour l'ABTS est une réaction longue et le temps de réaction général peut ne pas permettre d'atteindre un point final.

Les résultats indiquent qu'il existe une corrélation positive élevée entre le TPC et le TFC et l'activité inhibitrice de la collagénase, de l'élastase et de la tyrosinase ({{0}}.93-0.99), alors que la relation avec l'inhibition de l'hyaluronidase n'était pas aussi forte (r=0.42 et 0,54, respectivement). Cela indique que d'autres composants peuvent avoir contribué à l'effet inhibiteur des extraits. D'autres études ont rapporté que les polysaccharides ont une activité inhibitrice de la hyaluronidase, par exemple l'acide alginique dans les algues brunes [81, 82]. D'autres études sur la composition chimique des espèces de macroalgues pour les effets des composés isolés sur l'enzyme sont nécessaires pour évaluer la contribution de chaque composant chimique, car dans cette étude, l'accent était mis sur les extraits bruts.

Les résultats étaient en harmonie avec les études précédentes, indiquant que la composition chimique et les niveaux de bioactivité des extraits varient considérablement entre les trois lignées (algues rouges, vertes et brunes) et entre différentes espèces appartenant au même phylum et sont influencés par l'âge. et le type de tissu. De plus, la composition et les caractéristiques dépendent de nombreux facteurs environnementaux affectant la distribution et la croissance des macroalgues. Par exemple, la lumière (rayonnement UV), la température, la disponibilité des nutriments, l'exposition à l'air, le mouvement de l'eau, l'exposition aux vagues et la salinité. La température a été décrite comme le facteur ayant les effets les plus forts sur la formation de pigments et la concentration en nutriments, la salinité et le rayonnement UV comme facteurs influençant la concentration de TPC [83].

La distribution des différentes espèces de macroalgues varie avec la profondeur de l'eau. Les positions plus élevées sur le rivage dans la zone intertidale ou littorale sont plus stressantes car les espèces qui y poussent doivent résister à de multiples changements de facteurs abiotiques dus aux changements de marée. Par exemple, l'effet desséchant de l'air, les irradiances solaires élevées (à marée basse), les changements de salinité et de température et, dans des conditions de basses températures de l'air, y compris le gel. En dessous de la ligne des basses eaux, l'augmentation de la profondeur entraîne une diminution très rapide de l'intensité lumineuse et une moindre exposition à l'irradiance.

Les algues qui poussent dans l'amplitude des marées sont moins sensibles aux rayons UV et récupèrent plus rapidement du stress solaire. Alors que les algues qui poussent dans la zone sublittorale sont plus sensibles aux rayons UV et récupèrent moins du stress solaire [84]. En même temps, la colonne d'eau offre une protection. Dans la présente étude, l'exposition au soleil était vraisemblablement plus forte pour P. palmata, par rapport aux autres espèces. D'autres études ont montré que la formation des MAA est directement liée à la lumière du soleil [85], protégeant les organismes contre les rayonnements UV-A et UV-B. De plus, il a été montré que la quantité spécifique de MAA diminuait avec l'augmentation de la profondeur de collecte. Les varechs tels que A. esculenta sont connus pour pousser dans la zone sublittorale supérieure, mais s'étendent également dans la zone intertidale la plus basse juste au-dessus de la ligne des basses eaux. Cela signifie que la colonne d'eau offrait une protection plus forte que pour P. palmata. De plus, les caractéristiques morphologiques sont différentes, les limbes d'A.esculenta sont plus épais par rapport aux deux autres espèces. UI. Lactuca, poussant principalement dans l'intertidal et le sublittoral est capable de photosynthétiser et de se développer sous de très faibles irradiances. Il a été indiqué que l'exposition à la lumière UVB accélère la récupération des paramètres photosynthétiques d'U. Lactuca contre les effets négatifs de la lumière UVA. Il est plus petit, de structure plus simple et de durée de vie plus courte (3 mois) que A. esculenta (5-7 vear) et P. palmata qui a une nouvelle croissance chaque année.

En résumé, on peut supposer que les principales différences dans les propriétés des extraits sont la variation de la durée de vie, des caractéristiques morphologiques et des conditions de croissance des espèces d'algues.

3. Matériels et méthodes 3.1.Matériaux

Les algues islandaises U.lactuca (algues vertes), A.esculenta (algues brunes) et P. palmitate (algues rouges) ont été fournies par les moules bleues et les algues islandaises, qui ont été récoltées à Breidafjordur (ouest de l'Islande). Après la récolte, les algues ont été séchées (à environ 90 % de matière sèche), broyées et livrées emballées sous vide. Les échantillons ont été conservés dans un endroit sec et sombre à température ambiante jusqu'à leur utilisation.

Tyrosinase de champignon, L-3,4-dihydroxyphénylalanine (L-DOPA), élastase de pancréas porcin, acide ascorbique, N-succinyl-Ala-Ala-Ala-p-nitroanilide (AAAPVN), hyaluronidase de testicules bovins, quercétine, -tocophérol, acide tannique,2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl(DPPH),24,6-Tripyridyl-s-Triazine (TPTZ), Trolox, Folin-Ciocalteu Le réactif, l'acide gallique et un kit de dosage colorimétrique de l'activité de la collagénase (MAK293) ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich Co. (St. Louis, MO, USA). Le sel de sodium de l'acide hyaluronique a été acheté chez MakingCosmetics (Redmond, WA, USA). Tous les autres produits chimiques et réactifs utilisés étaient de qualité analytique et obtenus auprès de VWR International, LLC. De l'eau désionisée (ElixEssential, Merck, Darmstadt, Allemagne) a été utilisée pour l'extraction et la préparation de solutions à base d'eau.

3.2. Conception expérimentale

Un plan factoriel a été utilisé pour évaluer les effets des espèces d'algues islandaises (U.lactuca, A.esculenta, P. palmata) et du traitement d'extraction (extraction à l'eau chaude (HW, 95 degrés C), extraction assistée par PEF (PEF) et la combinaison de les deux techniques (PEF plus HW), sur la composition et la bioactivité de l'extrait (tableau 6).L'extraction a été réalisée en triple pour chaque groupe et chaque réplicat d'extrait a été analysé en triple.

3.3. L'extraction des bioactifs des algues islandaises

L'exploitation de la biomasse macroalgale à différents niveaux a motivé les scientifiques à explorer des techniques d'extraction plus respectueuses de l'environnement, efficaces et rentables, basées sur des approches d'extraction vertes. Dans ce travail, l'extraction assistée par PEF a été évaluée comme une méthode nouvelle et verte pour produire des extraits fonctionnels, tandis que l'extraction traditionnelle à l'eau chaude a été utilisée à des fins de comparaison. De plus, l'effet de la combinaison des deux techniques, le traitement PEF des macroalgues suivi de l'extraction traditionnelle à l'eau chaude, sur la récupération bioactive a été étudié. En raison de l'électroporation attendue produite dans les membranes cellulaires après le traitement physique, l'extraction suivante avec de l'eau chaude pourrait encore faciliter la libération du matériel intracellulaire [86], augmentant le rendement d'extraction. Un temps après le traitement est nécessaire pour que les matériaux diffusent hors des cellules [87, 88], et dans cette expérience, les suspensions ont attendu pendant la nuit jusqu'à la séparation du liquide (extrait) de la pulpe.

En ce qui concerne le milieu d'extraction, de l'eau distillée a été utilisée pour produire les extraits d'algues afin de surmonter les limitations concernant l'utilisation de solvants toxiques et organiques. L'eau s'est avérée être un bon solvant pour l'extraction de plusieurs composés bioactifs des algues [46,89-91] et est respectueuse de l'environnement. De plus, l'eau est couramment utilisée pour l'extraction assistée par PEF car elle est un bon conducteur d'électricité.

3.3.1. Procédures d'extraction

Pour chaque réplique de chaque groupe, les algues (15 g) ont été trempées pendant une nuit à température ambiante (22 degrés) dans de l'eau déminéralisée (300 ml). Ensuite, la suspension a été traitée avec du PEF (PEF), chauffée (HW) ou à la fois traitée au PEF et chauffée (PEF plus HW). Les suspensions ont été conservées pendant une nuit au réfrigérateur, puis filtrées avec un papier filtre grossier (20 μm). Ensuite, les filtrats (extraits) ont été stockés à 4 degrés jusqu'à leurs analyses.

L'extraction assistée par champs électriques pulsés a été réalisée à l'aide d'un générateur d'impulsions construit en interne. Il avait un condensateur FuGHCK-200-2000 (Fu.G.Elektronik GmbH, Rosenheim, Allemagne) et un éclateur (18,5 kV OG75, Perkin-Elmer Optoelectronics, GMBH, Wiese-baden, Allemagne). L'équipement PEF a généré des impulsions de décroissance exponentielle d'une largeur de 0.96 us et d'une amplitude de 18 kV. Une chambre de traitement en plexiglas de dimensions (L × H × l) 20 × 8 × 2, 5 cm, la distance la plus courte étant entre les électrodes à plaques, a été utilisée pour traiter les suspensions avec un champ électrique de 8 kV / cm à 1, 2 Hz pendant 10 min. Les extraits HW ont été préparés en chauffant la suspension dans un bécher dans un bain-marie thermostaté et maintenus à 95 degrés pendant 45 min. Pour le traitement combiné par champ électrique pulsé et chauffage, les suspensions ont été traitées au PEF puis placées dans un bécher, chauffées dans un bain-marie et maintenues à 95 degrés pendant 45 minutes.

3.3.2. Mesures de conductivité, de pH et de température

La conductivité électrique et le pH des suspensions d'algues ont été mesurés après trempage et après les traitements d'extraction, à température ambiante, à l'aide d'un pH-mètre (Orion StarTM A215 pH/Conductivity Benchtop Meter, Thermo Scientific, Waltham, MA, USA) équipé d'un capteur de conductivité capteur et électrode combinée pH/triode ARC. De plus, les changements de température dus aux traitements ont été enregistrés.

3.4. Profils spectraux des extraits d'algues

Les spectres d'absorption UV-VIS des différents extraits d'algues ont été mesurés dans la plage de 200 à 450 nm à l'aide d'un spectrophotomètre UV-Vis Thermo Scientific Evolution 350 à double faisceau (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA) avec des cuvettes en quartz de 1 cm. Trois scans ont été effectués pour chaque extrait d'algue. 3.5. Détermination de la teneur totale en polyphénols

Le contenu phénolique total (TPC) dans les extraits d'algues a été déterminé en utilisant le réactif de Folin-Ciocalteu selon une méthode légèrement modifiée décrite par Zhang [92] en utilisant un spectrophotomètre Multiskan Sky Microplate (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA）. Un volume de 20 μL d'extrait d'algue ou de solution standard en série ont été mélangés avec 100 μL de réactif de Folin-Ciocalteu (10 % dans de l'eau distillée). Après 5 min, 80 μL d'une solution de carbonate de sodium à 7,5 % (o/w) ont été ajoutés. Le mélange réactionnel a été incubé à température ambiante et dans l'obscurité pendant 30 min. L'absorbance a été mesurée à la longueur d'onde de 760 nm. De l'eau distillée a été utilisée comme blanc. Une courbe standard d'acide gallique a été utilisée pour déterminer la teneur totale en phénols et exprimée en ug d'équivalents d'acide gallique. (GAE) par gramme de matière sèche (ug GAE/g ps).

3.6. Détermination de la teneur totale en flavonoïdes

La teneur totale en flavonoïdes (TFC) des extraits d'algues a été déterminée par la méthode décrite par Kamtekar 【93】 et adaptée aux microplaques 96-puits. En bref, un volume de 25 μL d'extrait d'algues ou de solution standard en série a été mélangé avec 100 μL de nitrite de sodium (0,375 % p/v). Après 5 min, 25 μL de chlorure d'aluminium (3 % p/v) ont été ajoutés au mélange et incubés pendant 6 min à température ambiante. Ensuite, 100 ul d'hydroxyde de sodium (2 % p/v) ont été ajoutés au mélange et mélangés. Immédiatement, l'absorbance a été mesurée à la longueur d'onde de 510 nm. De l'eau distillée et de l'éthanol ont été utilisés comme blancs. Une courbe standard de quercétine (dissoute dans l'éthanol) a été utilisée pour déterminer la teneur phénolique totale et exprimée en ug d'équivalents de quercétine （QE） par gramme de matière sèche （ug QE/g do）. 3.7. Détermination de la teneur en glucides

La teneur en sucres libres a été mesurée selon la méthode décrite par [94], avec de légères modifications. 50 μL de solution de phénol （4 % ） et 250 μL d'acide sulfurique （96 % ） ont été ajoutés à 100 μL d'échantillon ou de solution standard. Après 10 min d'incubation à température ambiante, l'absorbance du mélange a été lue à 490 nm. Une courbe standard de glucose a été utilisée pour déterminer la teneur totale en glucides et exprimée en mg d'équivalents glucose (GluE) par gramme de matière sèche (mg GluE/g ps).

3.8. Propriétés antioxydantes des extraits d'algues

3.8.1.2,2 Essai de piégeage des radicaux libres par le diphényl-1-picrylhydrazyle (DPPH)

L'activité antioxydante (DPPH) des extraits d'algues a été déterminée selon la méthodologie décrite précédemment 【94】 avec quelques modifications. En bref, 200 μL de solution DPPH 10,825 ×10-5 M ont été ajoutés à 100 μL d'échantillon (1∶1 dans du méthanol) dans une plaque à puits 96-. Le même volume de DPPH a été mélangé avec 50 μl d'étalon plus 50 μl de méthanol. Ensuite, les échantillons et le standard ont été incubés dans un endroit sombre à température ambiante pendant 30 min. L'absorbance a été mesurée à la longueur d'onde de 517 nm. De l'eau distillée a été utilisée comme blanc. La capacité à piéger le radical DPPH a été calculée à l'aide de l'équation suivante :

où le contrôle A est l'absorbance du contrôle (solution DPPH sans échantillon), l'échantillon A est l'absorbance de l'échantillon à tester (solution DPPH plus échantillon à tester), le blanc d'échantillon A est l'absorbance de l'échantillon uniquement (échantillon sans solution DPPH ) et le blanc d'améthanol est l'absorbance du méthanol uniquement. Des antioxydants commerciaux (acide ascorbique, acide gallique et -tocophérol) ont été utilisés comme témoins positifs.

3.8.2. Dosage du pouvoir antioxydant réducteur d'ions ferriques (FRAP)

L'activité FRAP a été mesurée selon la méthode de Benzie et Strain [95]. En bref, du tampon acétate (300 mM, pH 3,6), du 2,4,6-tripyridyl-s-triazine (TPTZ) 10 mM dans du HCl 40 mM et du FeCl3·6H2O (20 mM) ont été mélangés dans le rapport de 10:1:1 pour obtenir le réactif FRAP de travail. Le mélange réactionnel a été incubé à 37°C pendant 10 min. Un échantillon de 50 μL de chaque extrait a été mélangé avec 150 μL de solution FRAP de travail pendant 8 min à température ambiante. L'absorbance du produit coloré, Ferrous-TPTZ a été mesurée à la longueur d'onde de 593 nm. Les valeurs FRAP des extraits d'algues ont été exprimées en μM d'équivalents Trolox (TE) par gramme de matière sèche.

3.8.3.2,2 Essai d'azino-bis(3-éthylbenzothiazoline-6-acide sulfonique)(ABTS)

L'analyse a été réalisée en utilisant le protocole de décoloration ABTS [76] avec quelques modifications. Un cation radical ABTS (ABTS plus ) a été produit en faisant réagir ABTS (66 mg) avec 10 mL de solution de persulfate de potassium (2,45 mM). Le mélange a été laissé dans l'obscurité à température ambiante pendant 12-16 h avant utilisation. La solution ABTS plus a été diluée avec de l'eau jusqu'à une absorbance de 0,700 à 734 nm. Le mélange réactionnel (200 ul) a été transféré dans une microplaque, 50 ul d'échantillon ont été ajoutés, puis 150 ul de la solution de réactif. La plaque a été agitée pendant 10 s à vitesse moyenne, et l'absorbance a été mesurée à 734 nm après 5 min d'incubation à température ambiante. Une courbe standard a été préparée en traçant l'inhibition de l'A734nm des standards Trolox en fonction de leurs concentrations. La valeur de la capacité antioxydante équivalente Trolox (TEAC) des échantillons a été calculée à l'aide de l'équation obtenue à partir de la régression linéaire de la courbe standard remplacée par les valeurs A734nm pour chaque échantillon :

L'activité antioxydante a été exprimée en termes de concentration en TEAC, umol/g de poids sec d'algues.

3.9. Activités anti-enzymatiques des extraits d'algues 3.9.1. Essai d'inhibition de la collagénase

Un kit de dosage colorimétrique de l'activité de la collagénase (MAK293), acheté chez Sigma-Aldrich, a été utilisé pour déterminer l'inhibition de la collagénase des extraits d'algues. Le kit a mesuré l'activité de la collagénase à l'aide d'un peptide synthétique (FALGPA) qui imite la structure du collagène. La procédure a été effectuée selon les instructions du kit.

3.9.2. Essai d'inhibition de l'élastase

L'inhibition de l'élastase des extraits d'algues a été étudiée dans une solution tampon TRIS avec la méthode modifiée décrite précédemment 【96】. En bref, 100μL de solution tampon TRIS 0,1 M （pH8,0）, 25 μL d'élastase（1 U/mL dans le tampon TRIS） et 25 μL d'extraits d'échantillon ont été mélangés et incubés pendant 15 min à 30 C avant d'ajouter le substrat pour commencer la réaction. Après le temps d'incubation, 50 ul de solution AAAPVN 2 mM ont été ajoutés. Ensuite, l'absorbance à 420 nm a été contrôlée pendant 20 min à l'aide d'un lecteur de microplaques sous une température constante de 30 C. Enfin, l'inhibition de l'élastase a été calculée en pourcentage à l'aide de l'équation :

où le contrôle Abs est l'absorbance du test utilisant le tampon au lieu de l'inhibiteur (échantillon) et Abssample est l'absorbance des extraits d'échantillon. La quercétine a été utilisée comme contrôle positif. Le tampon Tris a été utilisé comme blanc.

3.9.3. Test d'inhibition de la tyrosinase

Le dosage inhibiteur de la tyrosinase a été réalisé selon la méthode précédemment décrite par 【66】 en utilisant la L-DOPA comme substrat. 20 μL de l'échantillon, 10 μL de solution de tyrosinase de champignon (50 U/mL dans un tampon phosphate) et 80 μL de tampon phosphate (pH =6.8) ont été mélangés dans une microplaque et pré-incubés à 37 degrés pendant 5 min. Ensuite, 90 μL de L-DOPA (2 mg/mL) ont été ajoutés. La formation de dopachrome a été immédiatement surveillée pendant 20 min à 475 nm dans un lecteur de microplaques sous une température constante de 37 degrés. Le pourcentage d'inhibition de l'enzyme tyrosinase a été calculé à l'aide de l'équation :

où le contrôle Abs est l'absorbance du test utilisant le tampon au lieu de l'inhibiteur (échantillon) et l'échantillon Abs est l'absorbance des extraits d'échantillon. La quercétine a été utilisée comme contrôle positif. Le tampon phosphate a été utilisé comme blanc.

3.9.4. Test d'inhibition de la hyaluronidase

L'activité inhibitrice de la hyaluronidase a été mesurée comme décrit précédemment par [66] avec quelques modifications. Un volume de 100 ulof type-1-Sbovine testes hyaluronidase（2100 U/mL）dissous dans 0.1 M Le tampon acétate (pH 3,5) a été mélangé avec 100 μL d'extrait et incubé à 37 degrés pendant 20 min. Un volume de 200 μL de 6 mM de chlorure de calcium a été ajouté au mélange réactionnel, puis le mélange a été incubé à 37 degrés pendant 20 min. Cette hyaluronidase activée Ca2 plus a été traitée avec 250 μL d'hyaluronate de sodium (1,2 mg/mL) dissous dans un tampon acétate 0,1 M (pH 3,5) puis incubée dans un bain-marie à 37 degrés pendant 40 minutes. 50 μL d'hydroxyde de sodium 0,9 M et 100 μL de borate de sodium 0,2 M ont été ajoutés au mélange réactionnel, puis incubés dans un bain d'eau bouillante pendant 5 min. Après refroidissement à température ambiante, 250 μL de solution de p-diméthylaminobenzaldehvde （DAMB） ont été ajoutés au mélange réactionnel. La solution de DAMB a été préparée en dissolvant 0,25 g de DAMB dans 21,88 ml d'acide acétique à 100 % et 3,12 ml d'acide chlorhydrique 10N. Le groupe témoin a été traité avec 100 μL d'eau à 5 % au lieu de l'extrait. L'absorbance a été mesurée à la longueur d'onde de 585 nm après 45 min. Le pourcentage d'inhibition enzymatique a été calculé à l'aide de l'équation suivante :

où le contrôle Abs est l'absorbance du test utilisant le tampon au lieu de l'inhibiteur (échantillon) et l'échantillon Abs est l'absorbance des extraits d'échantillon. L'acide tannique est utilisé comme étalon de référence.

3.10. Analyses statistiques

La moyenne de l'analyse en triple de chaque extrait a été calculée et utilisée pour trouver les valeurs moyennes et les écarts-types pour chaque groupe (n=3). Des modèles linéaires généraux (GLM) pour les facteurs fixes ont été appliqués pour évaluer les effets principaux et les interactions bidirectionnelles des facteurs expérimentaux (espèces et méthodes d'extraction) sur les variables mesurées. De plus, l'ANOVA et le test de Tukey-Kramer ont été utilisés pour identifier les (p<0.05)differences between="" the="" groups.="" pearson="" correlation="" was="" used="" to="" evaluate="" the="" linear="" relationship="" between="" the="" variables.="" principal="" component="" analysis(pca)was="" used="" to="" detect="" structure="" in="" the="" relationship="" between="" measured="" variables="" and="" experimental="" factors.="" the="" pca="" reduces="" voluminous="" data="" to="" a="" small="" set="" of="" linear="" combinations="" of="" related="" variables="" (i.e.,="" factors)="" based="" on="" patterns="" of="" correlation="" among="" the="" original="" variables.="" the="" resulting="" linear="" attribute="" combinations="" can="" be="" used="" for="" profiling="" specific="" product="" characteristics="" based="" on="" the="" variables="" studied.="" all="" statistical="" analyses="" were="" performed="" using="" ncss="" 2020="" statistical="" software="" (2020)="" (ncss,="" llc.,="" kaysville,="" ut,="">

4. Conclusions

Les résultats de cette première expérience de criblage ont montré le potentiel de trois espèces d'algues islandaises en fournissant des effets bénéfiques efficaces via plusieurs voies. L'approche verte développée à l'aide de champs électriques pulsés aqueux a montré des résultats similaires à l'extraction traditionnelle à l'eau chaude, montrant plusieurs avantages tels que sa nature non thermique et un temps d'extraction plus court (10 min contre 45 min). Parmi les trois espèces d'algues, la macroalgue brune A.esculenta a montré la teneur la plus élevée en TPC et TFC présentant également les plus grandes capacités antioxydantes. la tyrosinase et l'hyaluronidase étant l'espèce d'algue la plus prometteuse avec d'excellentes activités anti-enzymatiques pour leur utilisation dans le blanchiment de la peau, l'anti-âge et la santé de la peau. Fait intéressant, les extraits d'A. esculenta produits par la méthode PEF ont montré une inhibition de la collagénase de 91 %, supérieure à l'activité d'inhibition montrée par l'extraction traditionnelle à l'eau chaude et même supérieure à l'inhibiteur fourni par le kit commercial. En conclusion, notre étude préliminaire suggère que les extraits à base d'algues islandaises, en particulier les extraits de la macroalgue brune A.esculenta, produits par extraction assistée par champs électriques pulsés aqueux sont des ingrédients fonctionnels potentiels qui pourraient être utilisés comme composés actifs pour des formulations cosmétiques et cosméceutiques. dans le futur proche.

Cet article est extrait de Mar. Drugs 2021, 19, 662. https://doi.org/10.3390/md19120662 https://www.mdpi.com/journal/marinedrugs