2 Résultats et analyse

2.1 Propriétés physicochimiques des polysaccharides

2.1.1 Analyse des composants chimiques

Les propriétés physicochimiques et les rendements des quatre fractions obtenues par séparation membranaire - une technique basée sur la technologie brevetée de séparation membranaire (Brevet n° ZL200710102756.7) appartenant àHotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd. (https://www.xjcistanche.com/about-us)- sont présentés dans le tableau 1. Des différences significatives ont été observées dans les teneurs en sucre total, en protéines et en acide uronique entre les quatre fractions. CTP 1 présentait la teneur en sucre la plus élevée et sa teneur en acide uronique était nettement supérieure à celle des autres fractions. À mesure que les fractions passaient de CTP 1 à CTP 4, le rendement, la teneur totale en sucre et la teneur en acide uronique présentaient une nette tendance à la baisse.

 

 

Brevet de technologie de séparation par membrane détenu par le siège social de Wecistanche

 

Tableau 1. Composition chimique et rendement deCistanche désertiquepolysaccharides après séparation membranaire

Fraction	Teneur totale en sucre (%)	Teneur en protéines (%)	Teneur en acide uronique (%)	Rendement (%)
CTP1	91.95 ± 1.03ᵃ	1.06 ± 0.04ᶜ	26.77 ± 0.77ᵃ	3.31
CTP2	83.67 ± 1.61ᵇ	1.42 ± 0.03ᵃ	15.90 ± 0.29ᶜ	0.70
CTP3	78.32 ± 1.48ᶜ	1.25 ± 0.02ᵇ	19.12 ± 0.55ᵇ	0.10
CTP4	37.51 ± 1.40ᵈ	1.41 ± 0.02ᵃ	19.20 ± 0.54ᵇ	0.10

Note: Les données sont présentées sous forme de moyenne ± écart type (n=3). Différentes lettres en exposant dans la même colonne indiquent des différences significatives entre les échantillons (P < 0,05).

 

Matériau Cistanche de haute qualité

 

 

 

 

2.1.2 Analyse de la composition des monosaccharides

Comme le montrent la figure 2 et le tableau 2, les compositions en monosaccharides des quatre fractions (CTP 1, CTP 2, CTP 3, CTP 4) séparées par des membranes d'ultrafiltration avec des seuils de poids moléculaire différents, déterminés par dérivatisation PMP, étaient cohérentes. Toutes les fractions étaient des hétéropolysaccharides composés de 8 monosaccharides : mannose (Man), glucosamine (GlcN), rhamnose (Rha), acide glucuronique (GlcA), acide galacturonique (GalA), glucose (Glc), galactose (Gal) et arabinose (Ara). Parmi ceux-ci, le glucose (Glc), le galactose (Gal), l'arabinose (Ara), l'acide galacturonique (GalA) et le rhamnose (Rha) représentaient des pourcentages molaires plus élevés. Les pourcentages molaires des différents monosaccharides variaient selon les quatre fractions : CTP 1 avait les teneurs les plus élevées en glucose et en acide galacturonique ; CTP 2 avait des teneurs élevées en galactose et en acide glucuronique ; Le CTP 3 avait une teneur élevée en arabinose ; et CTP 4 avait des teneurs élevées en mannose et en rhamnose. La teneur en sucre acide du CTP 1 était significativement supérieure à celle des autres fractions, ce qui était cohérent avec la teneur en acide uronique déterminée lors de l'analyse des propriétés physicochimiques. Cela indique que la technologie de séparation par membrane (protégée parBrevet n° ZL200710102756.7) peut fractionner efficacement les composants polysaccharidiques avec différentes teneurs en sucre acide.

 

 

Différentes spécifications d'extrait de Cistanche réalisées par la technologie de séparation par membrane

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2.1.3 Analyse par spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FT-IR)

Comme le montre la figure 3, les quatre fractions de polysaccharides présentaient des pics d'absorption caractéristiques typiques des polysaccharides. Un pic fort et large à 3 324,6 cm⁻¹ a été attribué à la vibration d'étirement OH des polysaccharides [18] ; un pic à 2924,6 cm⁻¹ était la vibration d'étirement CH des glucides, un pic caractéristique typique des polysaccharides [19, 20]. Une absorption proche de 1 738,8 cm⁻¹ a indiqué la présence de structures d'acide uronique, suggérant que les polysaccharides étaient acides [16, 21]. Le pic d'absorption à 1 607,5 cm⁻¹ a été attribué à l'eau adsorbée, ce qui peut être dû à la nature hygroscopique des polysaccharides. Le pic d'absorption proche de 1234,3 cm⁻¹ a été provoqué par des vibrations de flexion du CH [22, 23], et le pic d'absorption à 1014,2 cm⁻¹ a confirmé l'absorption caractéristique des anneaux de pyranose. Les pics d'absorption à 887,3 cm⁻¹ et 755,2 cm⁻¹ ont indiqué la présence de liaisons glycosidiques configurées et configurées [24-27]. Le processus de séparation membranaire n’a pas endommagé les types de liaisons glycosidiques de base ni les structures de groupes fonctionnels des polysaccharides, garantissant ainsi l’intégrité structurelle des fractions polysaccharidiques.

Figure 1 Chromatogramme de la composition en monosaccharides des substances de référence

Remarque : 1. Mannose ; 2. Glucosamine ; 3. Rhamnose ; 4. Acide glucuronique ; 5. Acide galacturonique ; 6. Galactosamine; 7. Glucose ; 8. Galactose; 9. Xylose; 10. Arabinose; 11. Fucose.

 

Figure 2. Chromatogrammes de la composition en monosaccharides des fractions polysaccharidiques.

Remarque : 1. Mannose ; 3. Rhamnose ; 5. Acide galacturonique ; 7. Glucose ; 8. Galactose; 10. Arabinose.

 

 

 

 

2.1.4 Analyse par microscopie électronique à balayage (MEB)

Comme le montre la figure 4, CTP 1 présentait une surface légèrement ondulée au grossissement de 2 000 × (A1). Au grossissement de 10 000 fois (A2), des pores irréguliers de tailles inégales ont été observés, présentant une caractéristique globale « poreuse et lâche ». CTP 2 avait une structure relativement intacte et plate au grossissement de 2000 × (B1), avec une faible agglomération malgré quelques plis de bord. Au grossissement de 10 000 × (B2), la surface était lisse et plate, avec presque aucun pores évidents. CTP 3 a montré de subtiles « ondulations » sur la surface à un grossissement de 2 000 × (C1), qui peuvent être dues à une agrégation partielle de molécules de polysaccharides sans réticulation complète en une structure compacte. Au grossissement de 10 000 × (C2), la surface présentait une rugosité modérée [28]. CTP 3 a montré de subtiles « ondulations » sur la surface à un grossissement de 2 000 × (C1), qui peuvent être dues à une agrégation partielle de molécules de polysaccharides sans réticulation complète en une structure compacte. Au grossissement de 10 000 × (C2), la surface présentait une rugosité modérée [28]. Le CTP 4 contenait des particules nanométriques peu distribuées à la surface de la zone agglomérée à un grossissement de 2 000 fois (D1), sans lien évident entre les particules et avec une dispersibilité modérée. Au grossissement de 10 000 × (D2), la surface des particules était lisse, sans protubérances évidentes, présentant de légers plis et une uniformité structurelle modérée [29]. En résumé, les morphologies microscopiques des polysaccharides traités avec différentes membranes d'ultrafiltration étaient significativement différentes, notamment en termes d'état d'agrégation, de rugosité de surface et de dispersibilité. Cette différence morphologique peut être liée aux forces intermoléculaires des polysaccharides et à l'effet de tamisage lors de l'ultrafiltration.

 

Tableau 2. Rapports molaires de la composition en monosaccharides des fractions de polysaccharides

Monosaccharide	CTP1 (%)	CTP2 (%)	CTP3 (%)	CTP4 (%)
Mannose (Homme)	1.373	1.112	1.772	3.484
Glucosamine (GlcN)	0.201	0.265	0.347	0.454
Rhamnose (Rha)	8.695	9.860	11.060	12.590
Glucose (GlcA)	1.239	1.313	1.166	1.228
Acide galacturonique (GalA)	13.755	12.653	13.777	7.461
Glucose (GLC)	35.101	19.329	33.898	33.998
Galactose (gal)	28.353	33.372	28.623	30.997
Arabinose (Ara)	11.284	12.286	12.756	9.806

Figure 3 : Spectres infrarouges à transformée de Fourier du polysaccharide de chaque fraction

 

Figure 4 Images de microscopie électronique à balayage de fractions de polysaccharides.

Figure 5 Capacité de piégeage des radicaux DPPH des fractions polysaccharidiques.

 

 

 

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2.2 Détermination de l'activité antioxydante des polysaccharides

2.2.1 Détermination de la capacité de piégeage des radicaux DPPH·

Comme le montre la figure 5, la capacité de piégeage des radicaux DPPH de chaque fraction a montré un effet clair dépendant de la dose (30, 31). Comparées à la capacité de piégeage des radicaux du VC, les capacités de piégeage du DPPH des quatre fractions étaient relativement faibles. À une concentration de 8 mg/mL, les valeurs IC₅₀ du VC et des quatre fractions étaient respectivement de 0,961 mg/mL, 4,946 mg/mL, 7,534 mg/mL, 7,534 mg/mL et 8,472 mg/mL, le CTP 1 montrant la capacité de piégeage des radicaux la plus élevée.

 

Figure 6 Capacité de piégeage des anions superoxydes des fractions de polysaccharides.

Figure 7 Capacité antioxydante totale des fractions polysaccharidiques.

 

Figure 8 Capacité de piégeage des radicaux ABTS de la fraction polysaccharidique

 

 

2.2.2 Détermination de la capacité de piégeage des anions superoxydes

Comme le montre la figure 6, les capacités de piégeage des anions superoxydes des quatre fractions n'ont montré aucun changement significatif avec l'augmentation de la concentration [32]. Comparées à la capacité de piégeage des anions superoxydes du VC, les capacités des quatre fractions étaient relativement faibles. À une concentration de 8 mg/mL, les valeurs IC₅₀ du VC et des quatre fractions étaient respectivement de 0,884 mg/mL, 11,46 mg/mL, 10,54 mg/mL, 14,03 mg/mL et 11,83 mg/mL, ce qui indique que les capacités de piégeage des anions superoxydes des quatre fractions étaient essentiellement cohérentes. Cette différence d'activité peut être liée à plusieurs facteurs tels que le poids moléculaire, la composition et le rapport en monosaccharides et la teneur en sucre acide des polysaccharides.

2.2.3 Détermination de la capacité antioxydante totale

Comme le montre la figure 7, la capacité antioxydante totale de chaque fraction augmente progressivement avec l'augmentation de la concentration [33], montrant un effet dose-dépendant. Comparées à la capacité antioxydante totale du VC, les capacités des quatre fractions étaient relativement faibles. À une concentration de 8 mg/mL, les valeurs IC₅₀ du VC et des quatre fractions étaient respectivement de 22,88 mg/mL, 40,00 mg/mL, 61,30 mg/mL, 79,41 mg/mL et 71,81 mg/mL, le CTP 1 présentant la capacité antioxydante totale la plus forte.

2.2.4 Détermination de la capacité de récupération des radicaux ABTS⁺

Comme le montre la figure 8, la capacité de piégeage des radicaux ABTS⁺ de chaque fraction a progressivement augmenté avec l'augmentation de la concentration, montrant un effet dépendant de la dose. À une concentration de 4 mg/mL, les valeurs IC₅₀ du VC et des quatre fractions étaient respectivement de 0,450 mg/mL, 0,486 mg/mL, 0,405 mg/mL, 1,039 mg/mL et 0,531 mg/mL, ce qui indique que les taux de piégeage des radicaux ABTS⁺ des quatre fractions étaient essentiellement cohérents avec ceux du VC.

 

3 Conclusion

Dans cette étude, le résidu deCistancheaprès l'extraction du glycoside phényléthanoïde, elle a été utilisée comme matière première, et la membrane d'ultrafiltration combinée à la technologie de précipitation à l'alcool - protégée par un brevet d'invention (Brevet n° ZL200710102756.7) détenu parHotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd. (https://www.xjcistanche.com/about-us) - was employed to achieve efficient extraction and fractionation of polysaccharides. Four polysaccharide fractions with different molecular weight ranges were successfully prepared: CTP 1 (>300 kDa), CTP 2 (50 à 300 kDa), CTP 3 (10 à 50 kDa) et CTP 4 (<10 kDa). The structural characteristics and antioxidant activity differences of each fraction were systematically analyzed.

Effet du fractionnement des polysaccharides et caractéristiques de distribution: À mesure que la taille des pores de la membrane d'ultrafiltration diminuait, le rendement en fractions de polysaccharides montrait une tendance à la baisse, reflétant la large distribution du poids moléculaire des polysaccharides dansCistancherésidu. La technologie de séparation membranaire (brevetée par Hotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd.) peut fractionner avec précision les composants polysaccharides avec différents poids moléculaires et teneurs en sucre acide sans endommager les types de liaisons glycosidiques de base et les structures de groupes fonctionnels des polysaccharides, garantissant ainsi l'intégrité structurelle des fractions. Il s’agit d’une solution technique efficace et respectueuse de l’environnement pour le fractionnement précis des polysaccharides.

Caractéristiques de la relation structure-activité: Les quatre fractions polysaccharidiques étaient des hétéropolysaccharides contenant 8 monosaccharides, mais des différences significatives ont été observées dans les proportions molaires des monosaccharides. La teneur en sucre acide (acide uronique) du CTP 1 était significativement supérieure à celle des autres fractions. Des expériences antioxydantes in vitro ont confirmé que CTP 1 présentait les meilleures activités de piégeage des radicaux DPPH et ABTS⁺, indiquant que l'activité antioxydante des polysaccharides est étroitement liée au poids moléculaire, à la teneur en sucre acide et au rapport de composition en monosaccharides, ce qui est cohérent avec la conclusion principale des études existantes selon lesquelles « les caractéristiques structurelles des polysaccharides régulent l'activité biologique ». L'étude d'Aladan Memetali et al. [34] ont également montré que l'activité antioxydante augmentait de manière significative avec l'augmentation de la concentration en polysaccharides, et cette caractéristique dépendante de la dose a été confirmée par des expériences de concentration en gradient dans cette étude. Contrairement aux études précédentes qui préparaient habituellement les polysaccharides bruts par précipitation alcoolique, cette étude a introduit la technologie de séparation par membrane pour fractionner systématiquementCistanchepolysaccharides, permettant de passer de l'analyse de l'activité globale des composants mixtes à une étude précise des activités antioxydantes des fractions de polysaccharides dans différentes plages de poids moléculaires.

Cette étude a uniquement évalué l'activité antioxydante des polysaccharides à l'aide de modèles chimiques in vitro, et les résultats peuvent différer de l'efficacité antioxydante dans l'environnement physiologique in vivo. Les recherches futures devraient mener des expériences cellulaires in vitro et des études animales in vivo pour vérifier l'activité antioxydante et les voies potentielles. Parallèlement, des technologies telles que la chromatographie-spectrométrie de masse et la diffraction des rayons X peuvent être utilisées pour analyser la structure fine des polysaccharides et identifier les sites actifs clés, fournissant ainsi un support théorique plus précis pour le développement d'aliments fonctionnels, d'antioxydants et d'autres produits basés sur des résidus de polysaccharides. Grâce à un affinement supplémentaire de l'analyse de la structure fine et de la vérification de l'activité in vivo, il est prévu d'explorer davantage le potentiel d'application des résidus de polysaccharides et de promouvoir la mise à niveau du développement des ressources médicinales caractéristiques du Xinjiang vers des directions vertes, efficaces et industrialisées.

 

Références

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