Le conjugué dendrimère-tésaglitazar induit un changement phénotypique des microglies et améliore la phagocytose amyloïde† Partie 2

Tests biologiques in vitro

Culture cellulaire. La lignée de cellules microgliales murines BV2 a été obtenue auprès du centre de culture cellulaire de l'hôpital pour enfants du Michigan.

Ces dernières années, les scientifiques ont découvert que la culture cellulaire est étroitement liée à la mémoire humaine. Des études ont montré que grâce à l'étude de la culture cellulaire, les mécanismes moléculaires de la mémoire et du processus d'apprentissage peuvent être découverts, améliorant ainsi les capacités cognitives et la mémoire humaines.

La culture cellulaire fait référence au processus consistant à placer des cellules biologiques dans un milieu de culture contenant des nutriments essentiels pour croître et se reproduire dans des conditions in vitro. Les cellules sont les unités de base de la vie et la culture cellulaire offre aux scientifiques une plateforme pour étudier le comportement cellulaire et les activités vitales. Grâce à l’étude des cellules, les scientifiques ont découvert de nombreuses informations sur la croissance neuronale et les connexions synaptiques. Ces découvertes peuvent non seulement aider les humains à mieux comprendre le fonctionnement du cerveau, mais également à développer de nouveaux traitements et médicaments.

Les recherches menées ces dernières années ont montré que la culture cellulaire est également étroitement liée à la mémoire humaine. Les scientifiques ont découvert que la formation et le maintien de la mémoire humaine nécessitent beaucoup de régulation moléculaire et de transmission de signaux. Ces mécanismes de transmission et de régulation du signal présentent de nombreuses similitudes avec les mécanismes de la culture cellulaire. En étudiant les mécanismes de transmission et de régulation du signal dans la culture cellulaire, les scientifiques peuvent mieux comprendre la mémoire humaine et les mécanismes d’apprentissage.

En outre, certaines études ont également montré que la culture cellulaire peut améliorer la mémoire humaine et la capacité d’apprentissage de certaines manières. Par exemple, en utilisant une méthode appelée « stimulation électrique », l’activité des cellules et la connexion entre les neurones peuvent être stimulées, améliorant ainsi la capacité cognitive humaine et les effets d’apprentissage. Bien que cette méthode soit encore au stade de recherche en laboratoire, elle devrait devenir à l’avenir une nouvelle méthode d’entraînement cognitif.

En résumé, il existe un lien étroit entre la culture cellulaire et la mémoire humaine. Grâce à l’étude des cellules, nous pouvons mieux comprendre le mécanisme cognitif humain et le mécanisme de la mémoire et également contribuer au développement de nouvelles méthodes de traitement et méthodes d’entraînement cognitif. Attendons avec impatience la contribution de la technologie de la culture cellulaire à l’humanité à l’avenir ! On peut voir que nous devons améliorer la mémoire, et Cistanche peut améliorer considérablement la mémoire car Cistanche a des effets antioxydants, anti-inflammatoires et anti-âge, qui peuvent aider à réduire l'oxydation et les réactions inflammatoires dans le cerveau, protégeant ainsi la santé du cerveau. système nerveux. En outre, Cistanche peut également favoriser la croissance et la réparation des cellules nerveuses, améliorant ainsi la connectivité et le fonctionnement des réseaux neuronaux. Ces effets peuvent contribuer à améliorer la mémoire, la capacité d’apprentissage et la vitesse de réflexion, et peuvent également prévenir l’apparition de dysfonctionnements cognitifs et de maladies neurodégénératives.

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Les cellules BV2 ont été cultivées dans un milieu EaglesMedium modifié de Dulbecco (DMEM) avec 10 % de sérum de veau fœtal inactivé par la chaleur (HI FBS) et 1 % de pénicilline/streptomycine (P/S) à 37 degrés et 5 % de CO2.

Une fois que les cellules ont atteint la confluence dans le flacon de culture, les cellules ont été passées dans un nouveau flacon utilisant 0,05 % d'acide trypsine-éthylènediamine tétra-acétique (EDTA). Pour les expériences, les cellules BV2 ont été ensemencées dans du DMEM avec 5 % de HIFBS et 1 % de P/S. 24 à 48 heures plus tard, les cellules ont été stimulées avec 100 ng ml-1 (300 UE ml-1) de LPS pendant 3 heures pour permettre aux cellules d'entrer dans un phénotype pro-inflammatoire (M1) afin de simuler l'environnement neuroinflammatoire présent dans de nombreuses maladies neurologiques.

Les cellules ont ensuite été co-traitées avec du LPS et du Tesa libre ou du D-Tesa à des concentrations variables pendant 48 heures, puis le surnageant et les cellules ont été collectés pour traitement. Les cellules jamais traitées avec du LPS (pas de LPS) et les cellules traitées avec du LPS uniquement à tout moment (LPS uniquement) ont servi de groupes témoins. Les solutions mères libres de Tesa et de D-Tesa ont été stérilisées à l'aide de filtres poly(éther sulfones) 0,2 µm.

Le D-Tesa était soluble dans le milieu cellulaire. Tesa a été solubilisé en utilisant du diméthylsulfoxyde (DMSO) à une concentration finale inférieure à 0,1 % (v/v). Cytotoxicité, test d'oxyde nitrique et TNF-ELISA. Pour le test de cytotoxicité, les cellules ont été traitées comme décrit ci-dessus dans une plaque à puits, puis la cytotoxicité du Tesa libre et du D-Tesa a été évaluée par le test MTT en suivant les instructions du fabricant.

Pour le test d'oxyde nitrique, les cellules ont été traitées comme décrit ci-dessus dans des plaques à 12-puits, puis les surnageants des cellules traitées ont été collectées et les niveaux d'oxyde nitrique ont été immédiatement quantifiés en suivant le protocole du fabricant pour le réactif de Griess.

Pour le TNF-ELISA, les cellules ont été traitées comme décrit ci-dessus dans des plaques à 12-puits, puis les surnageants des cellules traitées ont été collectés et stockés à -80 degrés jusqu'à ce qu'ils soient prêts pour un traitement ultérieur.

Ensuite, les échantillons ont été décongelés sur de la glace et le TNF-ELISA a été effectué en suivant le protocole du fabricant. Pour ces études, le D-Tesa et le Tesa libre ont été soniqués et vortexés jusqu'à ce qu'ils soient tous deux complètement solubles. Pour solubiliser le Tesa libre, il a d'abord été solubilisé dans du DMSO avant d'être dilué, où la concentration finale de DMSO était inférieure à 0,1 % (v/v) pour tous les échantillons de Tesa libre.

Étant donné que D-Tesa était soluble dans les milieux de culture cellulaire, le DMSO n’a pas été ajouté à ces échantillons. Pour toutes les études in vitro, une quantité équivalente de médicament libre ou conjugué a été appliquée aux cellules des groupes Tesa libre et D-Tesa.

PCR quantitative en temps réel (qRT-PCR). Les cellules ont été traitées comme décrit ci-dessus dans des plaques à 12-puits, et après avoir collecté le surnageant, les cellules ont été collectées dans le réactif Invitrogen™ TRIzol™ (de Fisher Scientific) et l'ARN a été extrait en suivant le protocole du fabricant. La concentration et la pureté de l'ARN résultant ont été analysées à l'aide de Nanodrop.

Des quantités équivalentes d'ARN de chaque échantillon ont été converties en ADNc en suivant le protocole du fabricant pour le kit de transcription inverse d'ADNc haute capacité (d'Applied Biosystems de Thermo Fisher Scientific).

L'ADNc résultant a été utilisé pour l'analyse qRT-PCR en utilisant le réactif vert FAST-SYBR et en suivant le protocole du fabricant. Les valeurs Ct ont été calculées par la machine et les données ont été analysées à l'aide de la méthode 2−ΔΔCt.

Pour chaque marqueur différent, la valeur ΔΔCt a été calculée en soustrayant le ΔCt pour le groupe sans LPS du ΔCt pour chaque échantillon. La valeur ΔCt était la valeur Ct pour le gène d'intérêt moins la valeur Ct pour GAPDH pour chaque échantillon donné.

Une fois que le 2−ΔΔCt a été calculé pour tous les groupes, ils ont ensuite tous été normalisés au groupe No LPS, donnant ainsi au groupe No LPS un niveau d'expression relatif de 1. 0 pour tous les marqueurs. Les séquences d'amorces avant et arrière utilisées pour qRT -PCR sont indiqués dans le tableau ci-dessous. Toutes les séquences sont écrites à partir de 5′→3′.

De plus, des amorces disponibles dans le commerce ont été achetées auprès de BIORAD pour iNOS/Nos2 (qmmuCID0023087), TLR4 (qmmuCID0023548), CD206/Mrc1 (qmmuCID0012670), TGF- 1 (qmmuCID0017320), IL-10 (qmmuCID0015452), SOCS1. (qmmuced0024846), CD36 (qmmucid0014852), Ide(qmmuced0049796), MMP9 (qmmucid0021296), CCL1(qmmuced0038249), TLR8 (qmmuced0039837), CD86(qmmucid0006086), STAT6 (qmmucid000 6404) et PPAR (qmmucid0018821). Test de phagocytose.

L'impact de l'onphagocytose libre de l'amyloïde par Tesa et D-Tesa a été déterminé à l'aide d'une méthode précédemment rapportée.47 En bref, la farine HiLyte™ 488- marquée -amyloïde1–42 (d'Anaspec Inc.) a été dissoute dans du DMSO (concentration finale de DMSO sous 0,5% (v/v)) et dilué à 5 µg ml−1 dans du PBS.

Après avoir traité les cellules avec Tesa et D-Tesa avec le schéma de traitement décrit ci-dessus, la solution -amyloïde a été appliquée sur les cellules pendant 2 heures. Ensuite, les cellules ont été lavées trois fois avec une solution saline équilibrée de Hank avec des cations divalents (calcium et magnésium), retirées des puits en utilisant de la trypsine et remises en suspension dans un tampon FACS (d'Invitrogen).

Les échantillons ont été stockés sur de la glace et immédiatement analysés sur un appareil de cytométrie en flux Sony Cell Sorter SH800, et les données ont été analysées avec le logiciel associé.

La porte a été réglée en utilisant des cellules non traitées avec de l'amyloïde fluorescent, et les résultats présentés sont le pourcentage de cellules de chaque groupe qui présentaient une fluorescence au-dessus de la fluorescence de fond.

L'intensité de fluorescence moyenne (MFA) de l'amyloïde marqué HiLyte™ 488- a également été rapportée pour chaque groupe. Ce test a été réalisé en double.Statistiques. Toutes les données présentées sont le résultat de trois expériences distinctes, chacune réalisée en triple, sauf indication contraire. GraphPad Prism 5 et Microsoft Excel ont été utilisés pour effectuer des statistiques.

Des tests t de Student appariés bilatéraux, avec BonferroniCorrection, ont été réalisés. Le test de Grubbs a été utilisé pour déterminer les valeurs aberrantes. GraphPad Prism 5 pour Windows a été utilisé pour tracer les données (San Diego, Californie). Les données affichées sont la moyenne + SEM.

Résultats et discussion

Synthèse et caractérisation du D-Tesa

Pour permettre une administration intracellulaire ciblée vers les cellules microgliales activées du cerveau, Tesa a été conjugué de manière covalente à la surface du G4-PAMAM-OH avec des liaisons ester clivables entre le médicament et le dendrimère-lieur (Fig. 1).

Dans la première étape, Tesa (1) a réagi avec de l'azoture de tétraméthylène glycol (TEG-azide) (2) pour produire du Tesa-TEG-azide (3), qui a une liaison ester entre le médicament et le lieur (Fig. 1A).

La HPLC du composé (3) a montré un temps de rétention de 13,4 minutes avec une pureté supérieure à 99 % (Fig. S1B†). Le spectre de masse de (3) a montré un pic à 610,13 [M + 1]+ correspondant au poids moléculaire du Tesa-TEG-azide, confirmant en outre la formation du produit (Fig. S2†). Séparément, le dendrimère G4-PAMAM-OH (4) a été mis à réagir avec de l'acide 5-hexynoïque en utilisant une réaction d'estérification pour produire du D-YNE (5) (Fig. 1B).

Enfin, le Tesa-TEG-azide (3) et le D-YNE (5) ont réagi par la réaction très efficace de cycloaddition de cuivre-catalysée-alcyne (CuAAC) pour produire du D-Tesa (6) (Fig. 1B).48 La RMN 1H confirmé la synthèse réussie de tous les intermédiaires et du produit final ; D-Tesa (6) contenait les pics caractéristiques des protons dendrimères et de liaison médicamenteuse démontrant la synthèse réussie de D-Tesa (Fig. 2A).

La RMN du conjugué final D-Tesa a révélé qu'une moyenne de dix molécules de Tesa étaient attachées à chaque dendrimère. La HPLC a confirmé une conjugaison covalente réussie, car le D-Tesa présentait un décalage par rapport au D-YNE et au TesaTEG-azide (Fig. 2B et S1†).

Tesa a une faible solubilité aqueuse, estimée à 0,0035 mg mL−1,49. La conjugaison de Tesa sur le dendrimère hydroxyle a amélioré sa solubilité dans l'eau de plusieurs ordres de grandeur par rapport à cette estimation. Le D-Tesa était soluble dans l'eau à 22 mg mL-1, et comme Tesa représente environ 19 % de la masse de D-Tesa, 4,2 mg mL-1 équivalent de Tesa a été solubilisé (Fig. 3A).

La solubilité accrue offerte par le dendrimère augmente la facilité de formulation et supprime le besoin d'excipients potentiellement toxiques.50 Ces avantages s'ajoutent à la capacité supérieure du dendrimère à délivrer des médicaments libres à travers la BHE jusqu'aux microglies in vivo, et potentiellement à réduire la dose nécessaire pour obtenir un effet thérapeutique.18–28 Enfin, D-Tesa avait une taille moyenne de 7,75 ± 0,29 nm (Fig. S3†) et un potentiel zêta de 2,86 ± 0,38 mV. (Mesure N=5 et N=3, respectivement).

Libération de drogue

Nous avons conçu D-Tesa pour libérer Tesa de manière intracellulaire dans l'environnement à faible pH et à haute concentration d'estérase dans les endosomes/lysosomes de la microglie activée. Nous avons précédemment rapporté que les dendrimères PAMAM pénètrent principalement dans les cellules via une endocytose en phase fluide et que les vésicules contenant les conjugués se transforment en lysosomes.51

Nous avons incubé D-Tesa à 37 degrés dans un tampon citrate de sodium (pH 5,5) en présence d'estérases pour imiter les conditions des lysosomes, comme effectué précédemment.52–54 Nous avons également étudié la libération dans des conditions qui imitent les conditions plasmatiques (solution saline tamponnée au phosphate [PBS ] tampon, pH 7,4).

Dans des conditions plasmatiques, seulement environ 1,5 % de Tesa est libéré après 48 heures, et moins de 20 % de Tesa est libéré au jour 25, ce qui suggère la stabilité plasmatique du conjugué (Fig. 3B).

Dans des conditions lysosomales, environ 60 % de Tesa est libéré du D-Tesa dans les premières 48 heures, et dans les 19 jours, près de 100 % de Tesa est libéré. Ces résultats démontrent que D-Tesa permet une libération prolongée et déclenchée du médicament libre pendant les deux premières semaines d'incubation dans des conditions lysosomales physiologiquement pertinentes.

De plus, la libération minimale de Tesa dans les conditions plasmatiques simulées (groupe pH 7,4) au cours des premières 48 heures est significative, puisqu'il s'agit du temps de circulation typique du G4-PAMAM-OH avant la clairance rénale, un minimum de Tesa sera probablement libéré du conjugués avant qu’ils n’atteignent la microglie.24

D-Tesa a diminué l'expression des marqueurs M1 et augmenté les marqueurs M2

Pour évaluer la capacité de D-Tesa à induire un changement de phénotype M1 vers M2, nous avons évalué la capacité de D-Tesa à modifier l'expression des marqueurs M1 et M2 in vitro en utilisant une lignée cellulaire microgliale murine (BV2).

Les cellules BV2 ont été créées en immortalisant des cellules microgliales murines et se sont révélées être une alternative appropriée aux cellules microgliales primaires pour étudier la réponse inflammatoire microgliale.55,56 Dans nos expériences, pour imiter l'environnement neuroinflammatoire présent dans plusieurs maladies neurologiques, nous avons prétraité la microglie avec 100 ng ml−1 (300 unités d'endotoxine (UE) par ml) de LPS pendant 3 heures.

Ensuite, nous avons co-traité les cellules avec du LPS et du Tesa ou du D-Tesa libre pendant 48 heures, puis nous avons collecté les échantillons. Nous avons traité les cellules à des concentrations de 1,5, 15 et 150 µM de Tesa ou D-Tesa libre, sur une base de médicament équivalent.

Le test MTT a démontré que le Tesaor D-Tesa libre à ces concentrations ne provoquait pas de cytotoxicité (Fig. S4†). Une première étude de recherche de dose a été réalisée avec Tesa et D-Tesa pour déterminer la dose la plus efficace de Tesa et D-Tesa.

Le traitement avec 1,5 et 15 µM de Tesa libre et de D-Tesadid ne modifie pas la sécrétion d'oxyde nitrique ou de TNF-, comme déterminé par le réactif de Griess et un TNF-ELISA, respectivement (Fig. S5†). Sur la base de ces résultats, nous n'avons pas analysé ces concentrations inférieures dans nos tests qRT-PCR.

Dans de nombreuses maladies neurodégénératives, une fonction neurotoxique majeure des microglies pro-inflammatoires M1 est leur sécrétion d'espèces réactives de l'oxygène (par exemple l'oxyde nitrique) qui tuent directement les neurones.57,58 Par la suite, il a été postulé qu'une stratégie thérapeutique potentielle serait de diminuer la sécrétion de ces molécules.

Nous avons évalué la capacité de D-Tesa à obtenir cet effet. Après stimulation par le LPS, D-Tesa a diminué les niveaux d'ARNm d'oxyde nitrique sécrété et d'oxyde nitrique synthase (iNOS) inductible de 3,7- fois (p < 0,0001) et de 2- fois (p {{ 7}}.011), respectivement, par rapport aux cellules traitées uniquement avec du LPS (LPS uniquement) (Fig. 4A et B).

D'autre part, Tesa libre a diminué plus modérément l'oxyde nitrique sécrété (1,4- fois, p=0,004) et n'a pas entraîné de diminution significative de l'expression de l'ARNm d'iNOS (Fig. 4A et B ).

Le D-Tesa était beaucoup plus efficace que le Tesain libre pour supprimer la sécrétion d'oxyde nitrique. Ensuite, selon que les microglies sont dans un phénotype M1 ou M2, les microglies régulent positivement soit l'iNOS, soit l'Arginase 1 (Arg1) pour métaboliser la L-arginine afin de produire de l'oxyde nitrique pour leur réponse de destruction des agents pathogènes M1, ou de l'ornithine et de l'urée pour la réponse de cicatrisation des plaies M2, respectivement. 59

Conformément à sa régulation négative de l'iNOS, le D-Tesa a augmenté les niveaux d'ARNm d'Arg1 2- fois (p=0,011) par rapport au contrôle LPS uniquement, tandis que le Tesa libre n'a pas augmenté l'expression de manière significative (p=0 .40) (Fig. 4C).

Le D-Tesa et, dans une moindre mesure, le Tesa libre, ont fait passer la microglie de la libération de nitroxyde cytotoxique à la métabolisation de la L-arginine pour la cicatrisation des plaies, ce qui a des implications dans la réduction et potentiellement l'inversion de la neurotoxicité causée par les microglies dans la neurodégénérescence.5–7,10

La régulation négative des niveaux d'iNOS et d'oxyde nitrique sécrétés avec le traitement D-Tesa est due à des travaux antérieurs qui ont démontré que le ligand naturel de PPAR (15-désoxy-Δ12,14-prostaglandine J2) a diminué l'expression et la sécrétion d'iNOS et d'oxyde nitrique dans le LPS traité. microglie primaire.60

L'IL-10, l'IL-4 et le TGF- 1 sont tous des cytokines sécrétées par des microglies M2 activées de manière alternative qui peuvent induire un environnement neuroprotecteur et anti-inflammatoire dans le cerveau.58,61,62Vers à cette fin, D-Tesa a augmenté l'expression de IL-105.5-fold (p=0.011) et IL-4 8.2-fold (p { {15}}.013) par rapport au contrôle LPS uniquement (Fig. 4D et E).

Tesa gratuit n'a pas augmenté de manière significative les niveaux d'IL-10 ou d'IL-4, bien que les moyennes aient été de 1,7-fois (p=0,066) et de 2,{{7} } fois (p=0,11) plus élevé, respectivement, pour les microglies traitées par Tesa par rapport aux contrôles uniquement LPS (Fig. 4D et E). De plus, le D-Tesa a augmenté l'expression du TGF - 1 2. 3- fois (p=0 .015) et le Tesa libre n'a pas modifié de manière significative l'expression (Fig. 4F).

Ainsi, D-Tesa induit la sécrétion de cytokines anti-inflammatoires après le traitement des microglies par le LPS, ce qui peut atténuer l'environnement neurotoxique et pro-inflammatoire présent dans les maladies neurodégénératives.5–7,10

Expression induite par D-Tesa des marqueurs du sous-type M2-

CD206, Ccl1 et TLR8 sont des marqueurs spécifiques des sous-types de microglies M2a, M2b et M2c, respectivement.58 D-Tesa régulé positivementCD206 expression 4.{{10 }}fold (p < 0,001), Ccl1 3.5-fold (p < 0,005) et TLR8 5-fold (p < 0,01), tandis que le Tesa libre n'a pas augmenté de manière significative l'expression de l’un de ces trois marqueurs (Fig. 5A – C).

Ces données montrent que les microglies traitées au D-Tesa démontrent une régulation positive significative des marqueurs des trois sous-types M2, ce qui concorde avec la compréhension selon laquelle le phénotype des microglies est plastique et non binaire.63-65.

La nomenclature M1/M2 simplifie à l’extrême la complexité selon laquelle les microglies peuvent exister dans un spectre d’états d’activation ; le long de ce continuum, trois phénotypes M2 distincts (M2a, M2b et M2c) ont été caractérisés et D-Tesa induit l'expression de marqueurs cohérents avec chacun de ces états.58,61,63,66,67 Les microglies M2a sont impliquées dans la phagocytose accrue des agents pathogènes. protéines en régulant positivement les récepteurs cavenger, la réparation des tissus et les actions anti-inflammatoires.

Les microglies M2b sont comme les microglies M1 dans la mesure où elles expriment IL-1, TNF- et IL-6 ; cependant, les microglies M2b sont distinctes des microglies M1 en ce sens qu'elles expriment l'IL -10 à des niveaux élevés et régulent négativement l'expression d'iNOS. Les macrophages et les microglies M2b stimulent les lymphocytes T Th2, ce qui indique l'un des rôles de M2b dans l'induction d'une réponse anti-inflammatoire.

Les microglies M2c sont impliquées dans la cicatrisation des plaies, le remodelage des tissus, la séquestration du fer et l'activation de STAT3 qui réduit la signalisation pro-inflammatoire.58,61,63,66L'activité PPAR de Tesa stimule une boucle de rétroaction qui entraîne une expression accrue de PPAR et de sa protéine de signalisation en amont (STAT6), qui sont tous deux des marqueurs M2a.58D-Tesa a augmenté l'expression de PPAR 2.3-fois (p=0.0036) et STAT6 3.4- fois (p < 0,001), tandis que le Tesa libre a augmenté STAT6 1.8- fois (p=0.011) sans augmentation significative de l'expression de PPAR (augmentation de 1.58- fois, p=0.17) (Fig. 5D et E).

L'expression accrue de STAT6 et de PPAR entraîne la production de gènes anti-inflammatoires et l'inhibition des signaux pro-inflammatoires en inhibant l'activité de NF-κB. Puisque les microglies M2a peuvent être induites en traitant les microglies avec IL-4, qui signale via STAT6 et PPAR, la régulation positive de ces deux protéines de signalisation en aval peut entraîner une polarisation feedforwardM2a.68

Dans nos tests, l'activation du LPS a augmenté les niveaux d'IL-6, de TNF- et d'IL-1, et le traitement avec D-Tesa a encore régulé positivement l'expression de ces cytokines (Fig. S6A – D†), ce qui est probable. en raison de D-Tesa induisant le phénotype M2b (Fig. 5B).

Free Tesain a augmenté l'expression de l'IL -6 et n'a pas modifié de manière significative l'expression du TNF et de l'IL -1 (Fig. S6A – D†). Bien que ces cytokines soient sécrétées par la microglie M1, la microglie M2b exprime également ces cytokines.58,61 CD86 est un marqueur des microglies M1 et M2b et est augmenté avec le traitement par D-Tesa (Fig. S6E†).

De plus, le suppresseur de signalisation des cytokines (SOCS) est une famille de protéines intracellulaires qui régulent la polarisation phénotypique des microglies en supprimant plusieurs voies de signalisation activées par les cytokines.69 SOCS1 est un membre de cette famille et il a été démontré qu'il inhibe le LPS/TLR4. médiée par la signalisation NF-κB et JAK2, réduisant ainsi la quantité de TNF-, IL-1 et IL-6 libérées par la microglie M1 via la voie LPS/TLR4.

D-Tesa régule positivement l'expression de SOCS1 par rapport au contrôle LPS uniquement (Fig. S6F†), suggérant que l'augmentation de l'IL-6, du TNF- et de l'IL-1 présentée par D-Tesac pourrait être due à l'induction du Phénotype M2b et non via l'amélioration du phénotype induisant LPS/TLR4, M1-.

De plus, les signaux LPS via TLR4 et pour empêcher une activation cellulaire excessive, les microglies possèdent un mécanisme de rétroaction négative par lequel l'activation de TLR4 entraîne une diminution de l'expression de TLR4.70

Le traitement avec Tesa et D-Tesa gratuits a augmenté les niveaux de TLR4 de 3,6-fois (p < 0.001) et de 3,7-fois (p < 0,001), respectivement. (Fig. 5F), suggérant que Tesa et D-Tesa ont modifié la voie de signalisation de rétroaction négative typique LPS/TRL4.

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