Emploi des composés phénoliques de la végétation des oliviersEau chez les poulets de chair : effets sur le microbiote intestinal et sur la durée de conservation des filets de poitrine Partie 3

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2.7. Oxydation des lipides

L'oxydation des lipides a été étudiée par la mesure des valeurs secondaires (TBAR) et primaires (D232 et D270)oxydationcomposés (tableau 7). Aucune différence significative n'a été notée entre les trois groupes expérimentaux, même s'il convient de noter qu'il y a eu une légère augmentation des valeurs TBAR pour les poulets du groupe L2 par rapport à ceux des groupes L1 et L0, tandis que D232 a montré la tendance inverse. Ces deux indicateurs analytiques étaient significativement corrélés (TBARs vs. D232 r=-0.5,p<0.001 and="" tbars="" vs.="" d270r=""><0.05). the="" cooking="" treatment="" caused="" decreases="" in="" the="" primary="" oxidation="" products=""><0.01), which="" were="" followed="" by="" increases="" in="" the="" secondary="" ones="" (p=""><0.001). no="" interactions="" between="" diet="" and="" cooking="" were="" observed.="" on="" the="" contrary,="" [31]and="" [45]="" observed="" a="" significant="" reduction="" in="" tbars="" in="" the="" breasts="" from="" chickens="" whose="" diets="" were="" supplemented="" with="" either="" olive="" cake="" or="" omww.="" similarly,="" [46]="" observed="" a="" reduction="" in="" tbars="" in="" the="" quadriceps="" femoris="" of="" chickens="" whose="" diets="" were="" enriched="" with="" omww="" permeate="" and="" the="">

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Oke et al. [16] ont ajouté différents volumes d'extrait de feuille d'olivier (5, 10 et 15 mL/litre) à l'eau potable fournie aux poulets de chair de souche Abor acre, observant un effet significatif sur la réduction des taux sanguins de malondialdéhyde (MDA). Ibrahim et al. [42], ont observé une réduction significative de la concentration de MDA dans la poitrine de poulet obtenue en ajoutant au régime des niveaux croissants de grignons d'olive séchés fermentés ou enzymatiquement fermentés. Contrairement à d'autres études, un effet protecteur contre l'oxydation de la graisse musculaire dans le tissu musculaire n'a pas été observé dans la présente. De nombreux facteurs génèrent de la variabilité et des différences entre les études. Outre la race animale et la durée de la période d'engraissement, d'autres facteurs tels que la composition nutritionnelle de l'alimentation, l'apport alimentaire, la température ambiante ainsi que d'autres conditions de stress peuvent conduire à des résultats très différents qui sont souvent difficiles à comparer. Sans oublier le type de matrice avec laquelle l'alimentation est enrichie en phénols (tourteau d'olive, grignons d'olive, extrait de feuille d'olivier, extrait d'eau végétative, pour n'en citer que quelques-uns) en raison de la concentration des composés actifs et de la présence de substances supplémentaires avec une action synergique ou protectrice présente dans la même matrice, peut influencer de manière significative l'action antioxydante à la fois in vivo et dans les tissus de la viande après l'abattage [47]. Les avantages potentiels pour la santé de l'intégration d'additifs antioxydants dans la viande fraîche et les produits à base de viande ne sont pas toujours prouvés [48]. Au contraire, de nombreux composés primaires et secondaires d'oxydation des lipides et des protéines, tels quehydroperoxydes, époxydes,4-hydroxynonénal, malonaldéhydesont reconnus comme potentiellement cancérigènes ou peuvent affecter la transduction du signal cellulaire comme c'est le cas des composés carbonylés [49]. Dans le cas de la viande fraîche, la possibilité d'augmenter le potentiel antioxydant par le rationnement des animaux est une perspective très suggestive, notamment dans l'utilisation de substances naturelles plutôt que synthétiques. En effet, contrairement aux produits à base de viande où la technologie offre différentes possibilités d'intervention pour augmenter le potentiel antioxydant, dans la viande fraîche, la seule alternative à l'intervention via l'alimentation des animaux est celle d'un traitement visant la surface du produit qui doit cependant être conforme à la législation en vigueur. La quantité résiduelle de phénols mesurée dans la viande de poitrine de la présente étude est peu susceptible d'avoir des effets bénéfiques directs sur la santé, mais peut le faire indirectement. La cuisson de la viande, par exemple, entraîne une perte nette des défenses antioxydantes des tissus, donc l'enrichissement des tissus de la viande par des composés encore actifs même après traitement thermique, comme c'est le cas dephénols, est d'un grand intérêt applicatif en vue d'une augmentation de la durée de conservation et de la sécurité du produit lui-même. La raison pour laquelle ni les effets vidéo ni ex-vidéo n'ont été observés à la suite de l'essai d'alimentation avec CPC, mérite d'autres investigations expérimentales, en particulier en ce qui concerne l'interaction entrepolyphénols alimentaireset le microbiote intestinal du poulet sur lequel il démultiplie une part importante des effets biochimiques potentiels des phénols [9,10].

3. Matériels et méthodes 3.1. Installations expérimentales

L'essai a été réalisé dans le poulailler de la Ferme Expérimentale de l'Université de Padoue (Legnaro, Padoue, Italie) après 6 mois d'arrêt. Le poulailler était équipé d'un système de refroidissement, d'une ventilation forcée, d'un chauffage par rayonnement et d'un système d'éclairage contrôlé. Au total, 12 enclos grillagés (2,5 × 2,4 m; 6 m2) ont été utilisés, chacun équipé de cinq tétines (distance : 20 cm) et d'une mangeoire circulaire (diamètre : 30 cm) pour la distribution manuelle des aliments. Chaque enclos avait un sol en béton recouvert de litière de copeaux de bois (épaisseur 5 cm, 2,5 kg/m).

La lumière a été fournie 24h/24 pendant les 2 premiers jours après l'arrivée des poulets au poulailler. Ensuite, le nombre d'heures de lumière a été progressivement réduit jusqu'à atteindre une photopériode de 18L:6D, qui s'est ensuite maintenue à partir de l'âge de 12 jours.

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3.2. Animaux, groupes expérimentaux et enregistrements in vivo

L'étude a été approuvée par le Comité d'éthique pour l'expérimentation animale (Organismo per la Protezione del Benessere Animale ; OPBA) de l'Université de Padoue (projet 17/2016 ; n° 154392 du 10 mai 2016). Tous les animaux ont été manipulés conformément aux principes de la directive 2010/63/UE[50] concernant la protection des animaux utilisés à des fins expérimentales ou à d'autres fins scientifiques. Les chercheurs impliqués dans la manipulation des animaux étaient soit des spécialistes des animaux (doctorat ou maîtrise en sciences animales) et/ou des vétérinaires praticiens.

Un total de 144 1-poussins d'un jour (Ross 308) ont été livrés par un camion commercial, conformément au règlement (CE) n°1/2005 du Conseil [51], aux installations expérimentales de l'Université. Tous les poussins avaient été vaccinés contre la maladie de Marek, la bronchite infectieuse et la maladie de Newcastle au couvoir. Les poussins ont été pesés individuellement le jour de leur arrivée, identifiés par une marque de patte, répartis au hasard parmi les 12 enclos (12 oiseaux par enclos et 10 oiseaux/m²）,puis pesés une fois par semaine pour mesurer leur poids vif jusqu'à l'abattage commercial. La consommation alimentaire de l'enclos a été mesurée quotidiennement pendant l'essai. Trois régimes commerciaux ont été administrés sous forme de crumble au cours de l'essai (Martini SpA Longiano, Forli-Cesena, Italie) : régime P1 de 0à 23 jours, régime P2 de 24 à 37 jours et régime P3 de 38 jours à abattage à 48 jours (voir Documents supplémentaires pour les données analytiques, Tableau S1). Le concentré phénolique brut (CPC) a été obtenu comme décrit par [12], brièvement, les OVW ont été traités à l'aide d'enzymes à activités pectinase et hémicellulosique, puis soumis à une microfiltration, une ultrafiltration et une osmose inverse. Le CPC a été ajouté aux régimes comme suit :( i)L0 Régime témoin (P3), (ii)L1 Régime témoin plus CPC (220 mg/kg d'aliment comme phénols totaux théoriques), (i) L2 Régime témoin plus CPC (440 mg/kg d'aliment comme théorique phénols totaux). La teneur réelle en composés phénoliques individuels du CPC et des régimes a été rapportée dans le tableau S2. Chaque régime a été reproduit dans quatre enclos (homogène pour le poids vif initial et la variabilité). Le CPC a été fourni à partir de 24 jours (d) d'âge jusqu'à l'abattage commercial à 48 jours (voir le matériel supplémentaire pour la composition phénolique du CPC). Tous les animaux ont été nourris ad libitum tout au long de l'essai, et les régimes supplémentés ont été préparés chaque semaine.

Pour déterminer la composition de la communauté microbienne intestinale, des écouvillons cloacaux ont été prélevés (4 animaux/enclos) à 23, 34 et 44 jours d'âge pour un total de 12 animaux (4 sur chaque régime) qui ont été testés trois fois (36 écouvillons échantillons prélevés au total).

3.3. Abattage commercial et enregistrement de la qualité des carcasses et de la viande

À l'âge de 48 jours, après le retrait de la nourriture et de l'eau (pendant 7 et 2 h, respectivement), tous les poulets ont été abattus dans un abattoir commercial. Les poulets ont été pesés individuellement avant la mise en caisse. Tous les poulets d'un enclos ont été chargés dans une cage de transport (hauteur, 62,5 cm × 160 cm × 25,0 cm ; surface au sol, 1 m²）. Le chargement et le transport des installations expérimentales à l'abattoir commercial et à la stabulation avant l'abattage ont duré environ 3 h. Les poulets ont été abattus selon les pratiques standard de l'abattoir commercial. Les carcasses ont été récupérées après 2 h de réfrigération à 2 degrés et pesées individuellement pour mesurer le pourcentage d'abattage [52].

Vingt-quatre heures après l'abattage, les carcasses ont été disséquées pour obtenir les muscles grands pectoraux séparés des seins [53].

Au cours de l'essai, il y a eu une perte enregistrée de 17,4 pour cent (25 poulets) due à la mortalité. Sur les 119 carcasses, 72 ont été soumises à des analyses microbiologiques pendant la durée de conservation (la section 2.4 explique l'établissement de la composition du microbiote mammaire par des méthodes dépendantes et indépendantes de la culture), tandis que les 47 autres ont été congelées (-40 degré ) et ensuite utilisé pour l'évaluation des compositions approximatives et des taux d'oxydation des lipides de la viande crue et cuite (paragraphe 3.5).

3.4.Évaluation de la durée de conservation

3.4.1.Préparation de la poitrine de poulet emballée

Les muscles majeurs P ont été emballés individuellement dans des barquettes en polyéthylène basse densité enveloppées dans un film PVC de 12 μm d'épaisseur（Weigel,KOEX412,Groupe Fabbri,Vignole,Modène,Italie) et stocké à 4±1 degré dans une armoire réfrigérée (Majolo" Plus 100 Contrôleur d'assaisonnement, Majolo, Cadoneghe, Padoue, Italie). L'exposition à la lumière a été fixée à partir de 8 :00 à 20h00 à l'aide d'une lampe fluorescente de 36 W [54]. Les paramètres de stockage ont été conçus dans l'intention d'imiter les conditions de réfrigération pendant la vente. Les emballages ont été échantillonnés au hasard à 24, 72, 120, 180, 216 et 264 h de la date d'abattage

3.4.2. Analyse sensorielle

Une évaluation sensorielle des seins frais a été réalisée selon [37] à l'aide d'un système de notation par points de démérite 3-(1=pas acceptable,2=acceptable, 3=bonne qualité). L'indice sensoriel synthétique (SI) a été calculé comme [(2 × score d'odeur plus 2 × score de couleur plus 1 × score de texture) / 5], avec un score de 1,8 servant de seuil pour définir les échantillons gâtés. L'analyse sensorielle a été réalisée par huit panélistes entraînés.

3.4.3.Analyse microbiologique de la viande de poitrine pendant la durée de conservation

Les analyses microbiologiques ont été réalisées selon les procédures décrites par [38]. Les muscles pectoraux majeurs (environ 2 cm de long x 1 cm de profondeur x 2 cm de large) ont été excisés aseptiquement le long de chaque sein pour obtenir un échantillon représentatif de 25 par sein. Les échantillons ont été mélangés dans un sac Stomacher avec 225 ml d'eau peptonée tamponnée et analysés après les dilutions appropriées. Pour l'extraction de l'ADN, 1 ml de chaque homogénat a été collecté dans des tubes Eppendorf de 2 ml et centrifugé à 13 500 x g pendant 1 min (centrifugeuse Eppendorf 5425, Hambourg, Allemagne). Ensuite, le surnageant a été jeté et le culot a été congelé à -80 degré . Plusieurs cibles microbiennes ont été étudiées pour décrire la dynamique de la population microbienne au cours de la durée de conservation comme suit : Le nombre total de bactéries viables (TVC) et le nombre total de psychrotrophes (TPC) ont été évalués sur Plate Count Agar (Biokar Diagnostics, Beauvais, France) , et les plaques ont été incubées à 30 degrés pendant 72 h ou à 4 degrés pendant 10 jours. Les entérobactéries ont été dénombrées avec Violet Red Bile Glucose Agar (Biokar Diagnostics, Beauvais, France) à 37 degrés pendant 24 h. Les bactéries lactiques (LAB) ont été analysées sur De Man, Rogosa et Sharpe Agar (Biokar Diagnostics, Beauvais, France) dans des conditions anaérobies à 30 degrés pendant 48 h. Les Pseudomonas spp. le nombre a été évalué sur une base de gélose Pseudomonas additionnée de cétrimide, de fucidine et de céphaloridine à 25 degrés pendant 48 h (Oxoid Ltd., Basingstoke, Hampshire, Royaume-Uni). Le dénombrement des bactéries productrices de H2S (putatives Shewanella spp.) a été effectué sur gélose au fer (Lyngby, Laboratorios Conda, Torrejon de Ardoz, Espagne) à 25 degrés pendant 48 h. Les résultats sont exprimés en log10 UFC/g de viande.

3.4.4.pH et perte d'égouttement

Un pH-mètre (Portamess 910, Knick, Berlin, Allemagne), équipé d'une électrode spécifique (Mettler Toledo, Milan, Italie), a été utilisé pour mesurer les valeurs de pH par insertion dans les muscles grands pectoraux en triple sur leur face ventrale. La perte par égouttement a été évaluée conformément à la méthode présentée par [55] en utilisant la méthode du sac. Des tranches d'environ 2,5 cm coupées à la surface des seins dorsaux ont été insérées dans des sacs en polyéthylène et suspendues pendant une nuit à 2 ± 1 °C. La perte d'égouttement (pourcentage) a été calculée par l'équation suivante : [(poids initial - poids final)/poids initial ].

3.4.5. Concentration de phénol dans l'alimentation et dans le muscle mammaire

L'extraction des phénols a été réalisée sur 5 g d'échantillon de régime haché mélangé à 50 mL de méthanol/eau (solution 80/20(o/o) contenant 20 mg/L d'hydroxy-toluène butylé (BHT), le mélange a été homogénéisé à l'aide d'un disperseur à bâtonnets (IKA, T50 Ultra-Turrax, Werke, Staufen, Allemagne) pendant 1 min à 7 000 tpm, centrifugé à 9 327 x g pendant 10 min et le surnageant a été récupéré. La procédure a été répétée deux fois et l'extrait recueilli a ensuite été concentré par un évaporateur rotatif (Buchi Rotavapor, R-210, Suisse) jusqu'à atteindre un volume final de 20 mL. Une cartouche SPE Bond Elut Jr-C18,1 g (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA ), préalablement activé avec 10 mL de méthanol et 10 mL d'eau, a été chargé avec 1 mL d'extrait aqueux l'élution a été réalisée avec 50 mL de méthanol Après élimination du solvant sous vide, l'extrait phénolique a été solubilisé dans 1 mL d'une solution composé de méthanol/eau (50:50 v/v) et filtré à travers un filtre seringue en polyfluorure de vinylidène (PVDF) (0,2 mm). l'analyse qualitative et quantitative des composés phénoliques de l'extrait a été réalisée selon [31] par

HPLC (Mod. 1100 Agilent Technologies, Santa Clara, Californie, États-Unis), équipée d'une colonne C18 (Spherisorb ODS-1(250 mm × 4,6 mm) 5 um de taille de particules, fournie par Waters SpA (Milan, Italie) . Les composés phénoliques ont été détectés en utilisant le DAD fixé à 280 nm. La quantification des polyphénols a été déterminée en utilisant des courbes d'étalonnage uniques pour chaque composé et les résultats sont exprimés en mg kg-1. L'hydroxytyrosol (3,{{ 10}}DHPEA) a été obtenu auprès de Cabru SpA (Milan, Italie), le tyrosol p-HPEA a été acheté auprès de Merck Life Science Srl (Milan, Italie) et le verbascoside a été obtenu auprès d'Extrasynthese (Genay, France). la dé-carboxyméthyl oleuropéine aglycone (3,4-DHPEA-EDA) a été extraite de l'huile d'olive vierge selon la procédure rapportée de [56].

Un total de 10 grammes de viande ont été mélangés avec 50 ml de méthanol et d'eau（80/20,o/ø）contenant de l'acide formique {{0}}.2 % et 20 mg/L de BHT. La solution a été homogénéisée à l'aide d'un disperseur à bâtonnets (IKA, T50 Ultra-Turrax, Werke, Staufen, Allemagne) pendant 1 min à 7000 tr/min, centrifugée à 4146 xg pendant 10 min et le surnageant récupéré. L'opération a été répétée deux fois, et les deux aliquotes de l'extrait ont été recueillies et le méthanol a été éliminé par évaporateur rotatif (Buchi Rotavapor, R-210, Suisse). Vingt ml de l'extrait aqueux ont été chargés dans des cartouches SPE Bond Elut HF Mega BE-C18,5g (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA), préalablement activées avec 20 ml de méthanol et 20 ml d'eau ; l'élution a été réalisée avec 50 mL de méthanol. Après élimination du solvant sous vide, l'extrait phénolique a été récupéré avec 0,5 ml d'une solution composée de méthanol/eau（50∶50 o/ø）et filtré à travers un fluorure de polyvinylidène（PVDF）filtre seringue (0.2 mm). Les analyses HPLC des extraits phénoliques ont été réalisées selon [56] avec le même équipement que celui rapporté ci-dessus. L'hydroxytyrosol a été détecté en utilisant le détecteur de fluorescence (FLD) fonctionnant à une longueur d'onde d'excitation de 280 nm et une émission de 313 nm. La quantification de l'hydroxytyrosol a été faite à l'aide de la courbe d'étalonnage et les résultats sont exprimés en ug/kg.

3.5. Composition approximative, perte de cuisson et analyse des acides gras

La composition approximative, le profil des acides gras et la stabilité oxydative ont été évalués à la fois sur des échantillons crus (P. major droit) et cuits (P. major gauche). Après décongélation, la perte à la cuisson a été évaluée selon [53] avec les modifications suivantes : la moitié gauche de chaque poitrine a été pesée, emballée sous vide et cuite au bain-marie à 8 0 degrés pendant 45 min. Après cela, les poitrines ont été refroidies à 4 degrés et conservées au réfrigérateur (4 degrés) pendant 72 h avant d'être déballées et pesées à nouveau pour calculer la perte à la cuisson comme [(poids de la viande crue-poids de la viande cuite)/poids de la viande crue ]×100). Le muscle, cru et cuit, a été finement broyé (deux fois 2500 tr/min × 10 s, Retsch, Düsseldorf, Allemagne) et soumis à une analyse de l'humidité, des protéines brutes et des cendres [57], tandis que la teneur en graisse brute a été déterminée à l'aide de la méthode présentée. par [58]. En bref, 200 ml de mélange dichlorométhane/méthanol 1:1 ont été ajoutés à 5 g de l'échantillon, homogénéisé à 11,000/min pendant 1 min (Ultraturrax T25 Basic, Ika Werke. Staufen, Allemagne) et incubé à 60 C dans un four (système PID, M120-VF, instruments MPN, Bernaggio, MB, Italie) pendant 20 min. Par la suite, 100 ml supplémentaires de dichlorométhane ont été ajoutés et après homogénéisation (11,000/min pendant 1 min), l'échantillon a été filtré (papier filtre rapide) et 100 ml de KCl 1 M ont été ajoutés au perméat. Après centrifugation (AvantiJ-E, Beckman Coulter, Brea, CA, USA) à 1000 × g pendant 30 m à 4 degrés, le surnageant a été évacué et l'extrait organique a été filtré sur du sulfate de sodium anhydre. Une aliquote (environ 10 g) a été utilisée pour la détermination gravimétrique du pourcentage de graisse, le reste a été distillé (Rotavapor"R-210, Büchi, Essen, Allemagne) et la graisse anhydre a été utilisée pour une analyse plus approfondie. les esters méthyliques (FAME) ont été préparés en pesant 0,015 g de graisse anhydre dans un tube en verre avec un bouchon à vis [39], qui a été solubilisé avec 1 ml de HCl méthanolique 3 M (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) et incubé pendant 2 h à 60 degrés. Ensuite, 1 mL d'eau déminéralisée a été ajouté et,après mélange,les FAME ont été récupérés dans 1 mL de n-hexane. FAME（1 μL）ont été analysés par un chromatographe en phase gazeuse (Shimadzu Italia Srl, modèle 2014, Milan, Italie) équipé d'un détecteur à ionisation de flamme (réglé à 25 0 degré) et d'un injecteur split-splitless (réglé à 280 degrés). La chambre thermique, qui contenait la colonne capillaire (Supelco SP -2560 ; 100 m × 0,25 mm × 0,2 um), a été maintenue à 60 degrés pendant 8 min. La température a ensuite été augmentée à 120 degrés pendant 1 min à une vitesse de 10 degrés/min, puis de 120 à 240 degrés à une vitesse de 2,5 degrés C/min. L'isotherme final a été maintenu à 240 degrés pendant 20 min. Les acides gras ont été identifiés à l'aide d'un mélange standard externe (37 Component FAME Mix, Supelco, Allemagne). Les analyses ont été faites en double.

3.6.L'oxydation des lipides

Les composés primaires d'oxydation ont été déterminés en tant que diènes conjugués par analyse spectrophotométrique dans le domaine ultraviolet en utilisant une version modifiée de la méthode indiquée dans l'annexe du règlement du Conseil EU/2015/1833 [59]. En bref,0.01±0,001 g de fatwas anhydres a été pesé dans une fiole jaugée de 10 mL et dissous par du cyclohexane de qualité spectrophotométrique jusqu'au trait de jauge. Un spectrophotomètre UV/Vis (Mod. 7800 Jasco UV/VIS, Oklahoma City, OK, USA) a été utilisé pour déterminer les valeurs d'extinction spécifiques à 232 (diènes conjugués) et 270 nm (triènes conjugués) en utilisant le même solvant que le référence. Les produits secondaires de l'oxydation des lipides ont été déterminés selon la méthode présentée par [60] avec les modifications suivantes : dans un tube à centrifuger, 8 mL d'une solution aqueuse d'acide trichloroacétique à 5 % (m/v) et 5 mL de n-hexane ont été ajoutés à environ 2 g de l'échantillon homogénéisé. Après homogénéisation avec Ultraturrax pendant les 30s à grande vitesse. l'échantillon a été centrifugé pendant 3 min à 3 000 x g à 4 °C (Eppendorf 5810R ; Eppendorf, Hambourg, Allemagne) et le surnageant a été éliminé. L'échantillon a été filtré à travers un filtre en papier rapide et 2,5 ml du filtrat ont été ajoutés à 2,5 ml d'une solution aqueuse d'acide thiobarbiturique 0,02 M et incubés pendant 35 min à 95 °C dans un bain thermostaté (labor ED{{31} } ; Seelbach, Bade-Wurtemberg, Allemagne). Après refroidissement, l'absorbance a été prise à l'aide d'un spectrophotomètre réglé à une longueur d'onde de 532 nm. Les données sont exprimées en milligrammes de malondialdéhyde par kilogramme de viande. Les mesures ont été effectuées en double sur des poitrines de poulet cuites et crues.

3.7. Extraction d'ADN et préparation de la bibliothèque NGS

L'ADN a été extrait à l'aide d'un kit d'isolement d'ADN DNeasy PowerSoil (Qiagen, Hilden, Allemagne). Les pellets d'homogénat de viande de poitrine ont été décongelés avec 600 uL de tampon de lyse fourni par le kit. Des écouvillons cloacaux ont été coupés avec des ciseaux stériles, placés dans un microtube contenant 600 uL de tampon de lyse et 6 uL de 2-mercaptoéthanol (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA). Les tubes ont été bien mélangés en utilisant un vortex pendant 5 minutes et les écouvillons ont été retirés. Pour les échantillons cloacaux et les granulés de viande de poitrine, un total de 100 mg de billes stériles de 0,1 mm (BioSpec, Bartlesville, OK, USA) ont été ajoutés, et un broyeur à billes (TissueLyser, Qiagen, Hilden, Allemagne) a été utilisé pour perturber étapes d'agitation à grande vitesse (2 × 30 s à 30 Hz). Un total de 40 ul de protéinase K (Qiagen, Hilden, Allemagne) a été ajouté et incubé à 56 degrés pendant 90 minutes. Après cette étape, les instructions du fabricant du kit d'isolation DNeasy PowerSoil9DNA ont été suivies. La concentration et la pureté de l'ADN ont été analysées à l'aide d'un spectrophotomètre (NanoDrop ND-1000, Thermo Scientific, Waltham, MA, USA).

Une approche d'amplification en deux étapes a été utilisée pour construire la banque d'ADN 16S. Les échantillons ont été amplifiés dans des réactions 20-μL,chacun composé de 5 μL d'ADN dilué,{{0}}.4 uM de chaque amorce (tableau 1), 0,25 mM de désoxynucléotide (dNTP), 1 × tampon Phusion HF et 1 U Phusion ADN polymérase haute fidélité (New England BioLabs, Inc., Ipswich , MA, États-Unis). La PCR a été réalisée dans un cycleur thermique 2720 (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) avec 25 cycles de 95 degrés pendant 30 s, 60 degrés ou 49 degrés C pendant 30 s, 72 degrés C pendant 45 s. et une extension finale de 7 minutes à 72 degrés. Trois répétitions de PCR ont été réalisées par échantillon.

Les produits ont été purifiés à l'aide du kit de purification SPRIselect (Beckman Coulter Life Sciences, Indianapolis, IN, USA) et, après purification des billes, la bande cible a été confirmée à l'aide d'un gel d'agarose à 1,8 %. Les codes-barres ont été introduits par une deuxième analyse PCR avec des amorces portant des codes-barres spécifiques à la plate-forme. Chaque réaction PCR 50-uL contenait le produit PCR, 0.2 μM de chaque amorce（Tableau 1）,0.3 mMdNTP,1×Phusion HFbuffer,et1UPhusion ADN polymérase haute fidélité. Dix cycles du profil PCR décrit ci-dessus ont été réalisés.

Les produits de PCR ont été purifiés à l'aide du kit de purification SPRIselect (Beckman Coulter Life Sciences, Indianapolis, IN, USA). Après la purification finale, chaque échantillon a été quantifié à l'aide d'un fluorimètre Qubit 2.0 (Invitrogen, Life Technologies, Monza, Italie). La qualité de la bibliothèque d'amplicons a été testée à l'aide d'un bioanalyseur Agilent 2100 (Agilent Technologies, Palo Alto, CA, USA). Les bibliothèques ont été séquencées à l'aide de la plate-forme Illumina MiSeq avec un cycle 300- apparié (Macrogen Inc., Séoul, Corée).

4. Conclusions

L'enrichissement de l'alimentation des poulets en phénols obtenus par filtration et concentration de l'eau de végétation de l'huilerie pendant 24 jours n'a pas été associé à des différences de croissance animale, de taux de conversion alimentaire ou de rendement en carcasse. L'étude du microbiote intestinal a montré un effet significatif du temps d'alimentation mais pas du régime alimentaire en soi sur l'alternance des groupes microbiens. D'autre part, la composition du microbiote de la viande pendant la durée de conservation a montré une plus grande croissance de Pseudomonas dans les échantillons de poulets ayant consommé des aliments enrichis en phénols. Enfin, aucune différence n'a été observée entre les régimes en ce qui concerne les marqueurs analytiques (TBAR et diènes conjugués) du processus d'oxydation des lipides. Au lieu de cela, l'hydroxytyrosol a été identifié dans le tissu musculaire des échantillons de poulets qui consommaient des aliments avec des phénols ajoutés, montrant une absorption intestinale dose-dépendante. Étant donné que le processus oxydatif se produit principalement dans la structure membranaire des cellules musculaires, des études supplémentaires sont nécessaires pour mieux comprendre la distribution de HT dans les compartiments cellulaires et extracellulaires.

Cet article est extrait de Molecules 2021, 26, 4307. https://doi.org/10.3390/molecules26144307 https://www.mdpi.com/journal/molecules