Effets protecteurs des microvésicules de cellules progénitrices endothéliales sur les lésions des cellules rénales de rat induites par l'Ang II
Mar 11, 2022
Résumé.L'hypertension chronique peut entraînerlésions rénales,appelée néphropathie hypertensive ou néphrosclérose hypertensive. Une meilleure compréhension des mécanismes moléculaires par lesquels la néphropathie hypertensive se développe est essentielle pour un diagnostic et un traitement efficaces. La présente étude a examiné les mécanismes par lesquels les cellules progénitrices endothéliales (CPE) réparent le rat primaireun reincellules (PRK). ELISA, Cell Counting Kit-8 et des tests de cytométrie en flux ont été utilisés pour analyser les effets des EPC ou EPC-MV sur le stress oxydatif, l'inflammation, la prolifération cellulaire, l'apoptose et le cycle des PRK induits par l'AngII. Un modèle de lésion PRK a été établi en utilisant l'angiotensine II (Ang II). Après l'induction de l'Ang II, la prolifération des PRK a diminué, l'apoptose a augmenté et le cycle cellulaire a été bloqué en phase G1 avant d'entrer en phase S. Il a été constaté que les niveaux d'espèces réactives de l'oxygène et de malondialdéhyde étaient augmentés, tandis que les niveaux de glutathion peroxydase et de superoxyde dismutase étaient diminués. De plus, les niveaux des cytokines inflammatoires IL-1, IL-6 et TNF- ont été significativement augmentés. Ainsi, l'Ang II a endommagé les PRK en stimulant le stress oxydatif et en favorisant la réponse inflammatoire. Cependant, lorsque les PRK ont été co-cultivées avec des EPC, les dommages induits par l'Ang II ont été considérablement réduits. L'étude actuelle a collecté les microvésicules (MV) sécrétées par les EPC et les a co-cultivées avec des PRK induites par l'Ang II, et a identifié que les EPC-MV conservaient leur effet protecteur sur les PRK. En conclusion, les EPC protègent les PRK des dommages induits par l'Ang II via les MV sécrétées.
CISTANCHE AMÉLIORERA LES MALADIES RÉNALES/RÉNALES
Introduction
L'hypertension est un facteur de risque d'incidence des maladies cardiovasculaires et cérébrovasculaires et de leur mortalité associée (1). Lareinspeuvent causer de l'hypertension et sont l'un des organes cibles des dommages causés par l'hypertension (2). Chroniquemaladie du rein(CKD) a été l'une des principales causes d'augmentation de la mortalité chez les personnes souffrant d'hypertension artérielle dans le monde au cours des deux dernières décennies (3,4). Ainsi, il est urgent de promouvoir le traitement de la néphropathie hypertensive et d'étudier son mécanisme pathologique. Des études antérieures ont montré que l'angiotensine II (Ang II) induisait des lésions vasculaires et jouait un rôle clé dans les maladies vasculaires via plusieurs mécanismes, tels que l'induction de l'apoptose (5), l'arrêt du cycle cellulaire (6), l'augmentation des niveaux d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) ( 7), favorisant la réponse au stress oxydatif en augmentant la sécrétion de malondialdéhyde (MDA) et en réduisant la sécrétion de glutathion peroxydase (GSH‑Px) et de superoxyde dismutase (SOD) (8,9). L'Ang II favorise également la production de facteurs liés à l'inflammation, tels que l'IL‑6, l'IL‑1 et le TNF‑ (10‑12). Les dommages induits par l'Ang II ont donc été utilisés pour modéliser l'hypertension in vitro, y compris chez le rat primaire.un rein(PRK) (13,14).
Pour les patients avecfonction rénaleune déficience, des dommages aux cellules endothéliales et une diminution de la régénération et de la réparation sont les principales causes de la perte de microvésicules péritubulaires (VM) (15). Les cellules progénitrices endothéliales (EPC) dérivées de la moelle osseuse peuvent favoriser la réparation endothéliale (16,17). Des études antérieures ont révélé que les CPE peuvent améliorer la régénération cardiovasculaire (18) et réguler l'angiogenèse (19), ainsi qu'exercer des effets thérapeutiques sur les maladies aiguës.rénallésion d'ischémie‑reperfusion (20) et chez les patientstransplantation rénale(21). Cependant, à notre connaissance, l'effet des CPE sur la néphropathie hypertensive n'a pas été rapporté auparavant. Nous avons émis l'hypothèse que les CPE pourraient avoir un effet protecteur contre la néphropathie hypertensive chezrénalcellules. Les MV sont sécrétés en continu par diverses cellules du corps, telles que les cellules épithéliales, les cellules tumorales et les cellules souches, et existent dans plusieurs fluides corporels, tels que le sang, l'urine et le lait, où ils interviennent dans les fonctions biologiques (22). De nombreuses preuves suggèrent que l'effet protecteur des EPC est étroitement associé à la libération de MV (23,24) Dans la présente étude, l'application potentielle des EPC-MV pour le traitement de la néphropathie hypertensive a été examinée en étudiant les effets et mécanismes protecteurs par lequel les EPC-MV protègent contre les lésions PRK induites par l'Ang II, afin de fournir une base théorique biologique pour le traitement de la néphropathie hypertensive.
Mots clés:EPC‑MVs, néphropathie hypertensive, Ang II, ROS, MVs, inflammation, rein, rénal
matériaux et méthodes
Animaux.Un total de rats Wistar-Kyoto (WKY) mâles exempts d'agents pathogènes spécifiques âgés de 12 8 semaines (poids : 80-120 g) ont été obtenus auprès de Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. (licence n° SCXK, Guangdong, 2015‑0063). Les rats ont été placés dans une pièce à température et humidité constantes (température, 23 ± 2 °C ; humidité, 50 ± 10 %), sous un cycle lumière/obscurité de 12 h avec accès ad libitum à de la nourriture standard pour rats et à de l'eau. une cage en polystyrène. Toutes les expérimentations animales ont été approuvées par le Comité de protection et d'utilisation des animaux de l'Université médicale de Hainan (Haikou, Chine ; approbation n° HYLL‑2021‑053) et ont été réalisées conformément aux directives des National Institutes of Health (25).
CISTANCHE AMÉLIORE LA FONCTION RÉNALE/RÉNALE
Isolement et culture des PRK.Les rats WKY ayant un libre accès à l'eau ont jeûné pendant 12 h avant l'expérience. Des souris WKY ont été euthanasiées à l'aide d'une injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (200 mg/kg de poids corporel), puisreinsont été retirés de manière aseptique, et la partie corticale de laun reina été excisé et transplanté dans un petit bécher. Larénalcortex a été coupé en fragments de tissu d'environ 1 mm3, lavé trois fois avec du PBS (Gibco; Thermo Fisher Scientific, Inc.), centrifugé à 1,000 xg à 25 °C pendant 5 min et le surnageant a été jeté. Les fragments de tissu ont été ajoutés à de la collagénase de type I (Gibco ; Thermo Fisher Scientific, Inc.) à une concentration finale de 1 g/l, et les fragments de tissu ont été oscillés et digérés à 37 °C pendant 30 min. Après filtration à travers un tamis en acier inoxydable de 200 mesh (0,075 mm), les cellules ont été séparées par centrifugation en gradient de densité Ficoll (Sigma-Aldrich; Merck KGaA) (26). Après centrifugation à 1,000 xg à 25˚C pendant 2 min, la suspension intermédiaire a été recueillie et mélangée avec du milieu MEM/F12 (Gibco ; Thermo Fisher Scientific, Inc.), inoculé dans une plaque à 6 puits et cultivé à 37˚C sous 5% de CO2. Après 24 h, le milieu a été retiré et remplacé par un milieu frais, et le milieu non attachérénalles cellules et les tissus ont été jetés. Après 48 h, le milieu a été retiré à nouveau, les cellules ont été lavées deux fois avec du PBS et ont été notées PRK (27, 28) ; la principale constitution était des cellules mésangiales glomérulaires de rat. Les PRK ont été cultivées pendant trois générations et traitées avec Ang II (1 µM ; Sigma-Aldrich ; Merck KGaA) à 37 °C pendant 24 h pour établir la PRKatteinte rénalemaquette. L'inflammation induite par l'Ang II chez le ratrénalcellules épithéliales tubulaires a été réalisée comme décrit précédemment par Nair et al (29).
Les PRK ont été identifiées à l'aide d'un test d'immunofluorescence (IF).Après rinçage trois fois avec du PBS et fixation avec 4 % de paraformaldéhyde à 25 °C pendant 1 h, les cellules ont été incubées (25 °C) avec du Triton X‑100 pendant 2 h, suivi de 5 % de BSA (Beijing Solar Science & Technology Co., Ltd.) à 25 °C pendant 30 min. Les PRK ont ensuite été incubées pendant une nuit dans l'obscurité avec de l'actine musculaire lisse (-SMA ; 1 µg/ml ; cat. n° ab7817 ; Abcam) et de la vimentine (1:250 ; cat. n° ab92547 ; Abcam) à 4 °C. Après trois rinçages avec du PBS, les cellules ont été incubées avec des anticorps secondaires Alexa Fluor® 488- (1:100; cat. no. ab150077; Abcam) ou 647-labeled (1:200; cat. no. ab150075; Abcam) à 37 ˚C pendant 1h. Ensuite, les cellules ont été colorées avec du DAPI (0,5 µg/ml ; Beyotime Institute of Biotechnology) à 25°C pendant 5 min. Enfin, les images ont été capturées à l'aide d'un microscope à fluorescence (grossissement, x400 ; Leica Microsystems GmbH).
Culture et identification des EPC.Le fémur et le tibia de rat ont été disséqués et chaque tube de moelle osseuse a été rincé avec du PBS stérile. Le mélange résultant a été centrifugé (1,000 xg ; 25 °C ; 15 min) et les particules ont été remises en suspension dans du milieu MEM/F12. Les cellules ont été isolées par centrifugation en gradient de densité Ficoll (Sigma-Aldrich ; Merck KGaA) (1,000 xg ; 25 °C ; 20 min) et placées dans un flacon de culture de 25 cm2 recouvert de fibronectine (BD Biosciences). Les cellules ont été maintenues dans un milieu complet dans des conditions standard (37 °C ; 5 % de CO2). Le milieu de culture a été changé après 4 jours et les cellules adhérentes ont été cultivées pendant 3 jours supplémentaires (30). La coloration des lipoprotéines de basse densité acétylées complexes Dil (Dil-Ac-LDL) (Beijing Solar Science & Technology Co., Ltd.) a été utilisée pour identifier les EPC. Pour le système de co-culture, des PRK (1x104) ont été ajoutés à la chambre inférieure d'une plaque de co-culture (Corning, Inc.) pendant 24 h, puis Ang II (1 µM) ou 200 µl de PBS et EPC (3x104) ont été ajouté à la chambre supérieure et incubé à 37 ° C pendant 24 h avant d'effectuer une analyse plus approfondie de la fonction cellulaire. Lors du dépistage des PRK et de la meilleure proportion d'EPC, les proportions de nombre de cellules étaient de 2: 1, 1: 1, 1: 2, 1: 3, 1: 4, 1: 5, 1: 6 et 1: 7.
Préparation des EPC‑MV. Les EPC ont été cultivées pendant 7 jours comme décrit précédemment (30), lavées deux fois avec du PBS et privées de sérum pendant 12 h. Par la suite, le milieu MEM/F12 contenant des EPC en culture a été collecté et centrifugé à 4 °C (1,000 xg ; 15 min), et le surnageant a été extrait à 4 °C (100,000 xg ; 60 min) pour la collecte des EPC-MV sécrétées. Après enrobage dans de la résine époxy Pon 812 (Structure Probe, Inc.), il a été placé à 37°C pendant une nuit. Ensuite, une solution de fixation au microscope électronique (Wuhan Service Technology Co., Ltd.) a été ajoutée pendant 4 h, et de l'acétate d'uranium (2 % ; Wuhan Service Technology Co., Ltd.) et du citrate de plomb (Wuhan Service Technology Co., Ltd. ) ont été colorées à 25°C pendant 15 min. Les MV ont été confirmés par microscopie électronique à transmission. Dans le système de co-culture, 50 µg/ml d'EPC-MV (31) ont été ajoutés à la chambre supérieure d'une plaque de dosage Transwell, et des parcs ont été ajoutés à la chambre inférieure comme décrit précédemment, et incubés pendant 24 h.
Test de prolifération cellulaire.Les PRK ont été digérées avec de la trypsine, inoculées dans des plaques à 96 puits à une densité de 3x103 cellules/puits et cultivées pendant 24 h. La densité optique à 450 nm a été mesurée à l'aide de 10 µl de réactif Cell Counting Kit-8 (CCK-8 ; Beijing Solar Science & Technology Co., Ltd.) à 37 °C pendant 60 min, conformément aux instructions du fabricant, pour évaluer la taux de prolifération cellulaire.
CISTANCHE AMÉLIORE LA DOULEUR RÉNALE/RÉNALE
Test d'apoptose cellulaire.Un test d'apoptose cellulaire a été réalisé à l'aide d'un kit de détection d'apoptose Annexin V‑FITC (BD Biosciences), conformément aux instructions du fabricant. Les PRK ont été récoltées, lavées deux fois avec du PBS glacé (Gibco; Thermo Fisher Scientific, Inc.) et remises en suspension dans 500 µl de tampon de liaison. Les PRK remises en suspension ont ensuite été incubées avec 5 µl d'annexine V-FITC et 5 µl de PI dans l'obscurité pendant 15 min à 23 ± 2 °C. L'apoptose cellulaire a été évaluée par cytométrie en flux (FCM ; FACSCanto II ; logiciel BD FACSChorus™, version : 1.0 ; BD Biosciences).
Fusion EPC‑MV et PRK.Pour observer si les EPC-MV ont été fusionnés avec les PRK, les EPC-MV ont été marqués avec un colorant fluorescent intégré à la membrane lipidique (PKH26) avant la co-incubation. En bref, 50 µg/ml d'EPC-MV ont été combinés avec 2 ml de PKH26 (2x10-6 M ; Sigma-Aldrich ; Merck KGaA) et mélangés à 23 ± 2 °C pendant 5 min. Le mélange marqué a été ajouté à 2 ml de BSA à 1 % (v) et centrifugé à 100,000 xg à 4 °C pendant 60 min, puis rincé avec du PBS froid. Le précipité a été mis en suspension dans 1 ml de milieu MEM/F12, ajouté aux PRK et incubé à 37°C pendant 24 h. Enfin, 1 µg/ml de DAPI a été ajouté pour la coloration nucléaire à 25°C pendant 15 min. Les images cellulaires ont été acquises à l'aide d'un microscope à fluorescence (grossissement x400 ; Leica Microsystems GmbH).
Analyse du cycle cellulaire.Le test du cycle cellulaire a été réalisé à l'aide du kit Cell Cycle Detection (BD Biosciences). Les EPC ou PRK (1x106) ont été récoltés, lavés deux fois avec du PBS, puis fixés dans 500 µl d'éthanol glacé à 70 % pendant 2 h à 25 °C. Les cellules ont ensuite été lavées deux fois avec du PBS froid et incubées dans du PI (400 µl) et de la RNase (100 µl) pendant 30 min à 37°C dans l'obscurité. Le signal PI a été détecté à l'aide de FCM (FACSCanto II). Les pourcentages des cellules en phase G1, S et G2 ont été comptés et comparés à l'aide du logiciel FlowJo (version 10.0.6 ; FlowJo LLC).
Mesure ROS par FCM.Les PRK ont été cultivées à 60-70 % de confluence et récoltées par trypsinisation. Toutes les cellules ont été incubées avec 1,0 µM de diacétate de 2',7'-dichlorodihydrofluorescéine pendant 15 min à 37 °C. Les cellules ont ensuite été lavées deux fois avec du PBS et analysées via FCM pour détecter les ROS en utilisant un laser à 488 nm pour l'excitation et un laser à 535 nm pour la détection.
ÉLISA.Après centrifugation (1,000 xg ; 25˚C ; 5 min), le surnageant cellulaire de chaque sous-groupe a été collecté pour analyser les taux de MDA, GSH‑Px, SOD et les facteurs inflammatoires IL‑6, IL‑ 1 et TNF‑ . Les kits suivants ont été utilisés conformément aux instructions du fabricant : kit de dosage Micro MDA (réf. BC0020 ; Beijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.), kit de dosage GSH‑Px (réf. BC1195 ; Beijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.), kit de détection d'activité SOD (réf. BC0170 ; Beijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.), kit ELISA IL‑1 pour rat (réf. RLB{ {13}} ; R&D Systems, Inc.), kit ELISA IL-6 Quantikine pour rat (n° de catalogue R6000B ; R&D Systems, Inc.) et kit ELISA TNF Quantikine pour rat (n° de catalogue RTA00 ; R&D Systems, Inc. ).
Analyses statistiques.Toutes les expériences ont été répétées trois fois et toutes les données sont exprimées en moyenne ± ET. Les données ont été analysées à l'aide du logiciel SPSS version 21.0 (IBM Corp.). Les différences entre plusieurs groupes ont été évaluées à l'aide de l'ANOVA unidirectionnelle et du test post hoc de Dunnett. P<0.05 was="" considered="" to="" indicate="" a="" statistically="" significant="">
Résultats
Identification of isolated EPCs and PRKs. The isolated EPCs were identified using Dil‑Ac‑LDL staining (Fig. 1A). Microscopic counting revealed that the degree of coincidence between red (Dil‑Ac‑LDL staining) and blue (nuclear staining with DAPI) fluorescence was >90 %, confirmant que les EPC ont été isolés avec succès. Les PRK isolées ont été analysées via IF (vimentine/-SMA). Les résultats ont démontré que le niveau d'expression de la vimentine/-SMA dans les PRK était élevé et positif, suggérant l'isolement réussi des PRK (Fig. 1B).
Le rapport optimal entre les EPC et les PRK.L'effet de la combinaison de différentes proportions de PRK/EPC dans un système de co-culture a été examiné, et il a été constaté que les PRK cultivées dans un rapport de 1:3 PRK/EPC n'avaient pas de taux de prolifération accrus par rapport aux PRK cultivées avec un 2 : Rapport 1, 1:1 ou 1:2 des PRK/EPC (Fig. 1C). De plus, des proportions croissantes d'EPC (1:4, 1:5, 1:6 et 1:7) ont entraîné une augmentation significative de la prolifération des PRK par rapport à celle des EPC (1:3). Par conséquent, un rapport de 1: 3 PRKs/EPCs a été sélectionné pour d'autres études afin d'éviter d'éventuelles interférences d'EPCs excessifs dans les expériences ultérieures.
Effet de la co-culture EPC sur les dommages induits par l'Ang II.Les PRK (1x104) ont été inoculées 24 h à l'avance dans le compartiment inférieur d'une plaque Transwell. La chambre supérieure contenait 200 ul de PBS dans le groupe témoin et 200 ul d'EPC (3x104) dans le groupe expérimental. Modelerlésions rénales,1 µM d'Ang II a été ajouté au compartiment inférieur. Après 24 h, des tests CCK‑8 et FCM ont été effectués pour mesurer le taux de prolifération des PRK. Les PRK recevant Ang II en l'absence d'EPC avaient une diminution significative (P<0.05) proliferation="" rate="" (fig.="" 1d),="" and="" increased="" apoptosis="" rate="" (fig.="" 1e)="" and="" cell="" cycle="" arrest="" in="" the="" g1="" phase="" (fig.="" 1f)="" compared="" with="" the="" control="" group,="" while="" prks="" co‑cultured="" with="" epcs="" receiving="" ang="" ii="" showed="" the="" reverse="" effects.="" these="" results="" indicated="" that="" co‑culture="" with="" epcs="" can="" reduce="" the="" damage="" induced="" by="" ang="" ii="" in="" a="" rat="">un reinmodèle cellulaire.
Les EPC protègent les PRK des dommages induits par l'Ang II, les niveaux de stress oxydatif induits par l'Ang II dans les PRK co-cultivés avec les EPC ont été examinés. Les résultats du test FCM ont révélé que l'Ang II augmentait significativement (P<0.05) the="" levels="" of="" ros="" in="" prks="" in="" the="" absence="" of="" epcs,="" while="" prks="" co‑cultured="" with="" epcs="" had="" comparatively="" lower="" ros="" levels="" (fig.="" 2a).="" similarly,="" the="" elisa="" results="" indicated="" that="" the="" levels="" of="" secreted="" mda="" (fig.="" 2b)="" were="" increased="" and="" gsh="" and="" sod="" (fig.="" 2c="" and="" d)="" levels="" were="" decreased="" in="" prks="" receiving="" ang="" ii,="" while="" prks="" receiving="" ang="" ii="" and="" co‑cultured="" with="" epcs="">
Figure 1. Recovery of PRKs by co‑culture with EPCs following injury induced by Ang II. (A) Confirmation of the isolation of EPCs via Dil‑Ac‑LDL staining. Magnification, x100. (B) Confirmation of the isolation of PRKs using an immunofluorescence assay. Magnification, x400. (C) CCK‑8 analysis of the effects of different proportions of co‑cultured EPCs on the proliferation of PRKs. NS P>0.05 vs PRK : EPC, groupe 2 : 1 ; *P<0.05 vs.="" prks:epcs,="" 2:1="" group.="" (d)="" cck‑8="" analysis="" of="" the="" effects="" of="" co‑cultured="" epcs="" on="" the="" proliferation="" rate="" of="" ang="" ii‑treated="" prks.="" fcm="" analysis="" of="" the="" effects="" of="" co‑cultured="" epcs="" on="" the="" (e)="" apoptosis="" and="" (f)="" cell="" cycle="" of="" ang="" ii‑treated="" prks.="" *=""><0.05 vs.="" control;="" #=""><0.05 vs.="" ang="" ii.="" ang="" ii,="" angiotensin="" ii;="" epcs,="" endothelial="" progenitor="" cells;="" prks,="" primary="" rat="">un reincellules; FCM, cytométrie en flux ; CCK‑8, kit de comptage de cellules‑8 ; Dil-Ac-LDL, lipoprotéine de basse densité acétylée complexe Dil ; OD, densité optique ; ‑SMA, ‑actine des muscles lisses ; NS, non significatif. résultats opposés en ce qui concerne la sécrétion de ces enzymes. La génération de ROS peut donc être impliquée dans les dommages cellulaires induits par l'Ang II et peut être améliorée par la co-culture avec des EPC.
L'Ang II peut également endommager les cellules en favorisant la sécrétion de cytokines inflammatoires, tandis que les EPC peuvent prévenir l'inflammation (32). Ensuite, il a été recherché si l'Ang II favorise la sécrétion de cytokines inflammatoires dans les PRK et si les EPC peuvent exercer leur rôle protecteur en inhibant la sécrétion de cytokines inflammatoires. La sécrétion d'IL‑1, d'IL‑6 et de TNF‑ était significativement régulée positivement dans les PRK par l'ajout d'Ang II. En revanche, dans les PRK co-cultivées avec des EPC, les niveaux d'IL-1, IL-6 et TNF- (Fig. 2E-G) étaient comparativement plus faibles (P<0.05) than="" those="" in="" prks="" cultured="" alone.="" therefore,="" the="" damage="" induced="" by="" ang="" ii="" in="" prks="" was="" also="" associated="" with="" pro‑inflammatory="" cytokines,="" and="" co‑culture="" with="" epcs="" exerted="" protective="" effects="" by="" reducing="" the="" secretion="" of="" these="">
L'effet protecteur des EPC s'exerce via les MV.Les mécanismes par lesquels les EPC exercent des effets protecteurs sur lesun reinles cellules ont été analysées plus en détail en isolant les MV des EPC (Fig. 3A). Les EPC-MV ont été marqués avec PKH26 et ajoutés aux PRK avec Ang II dans une plaque Transwell, comme décrit précédemment. La fluorescence de PKH26 a été détectée dans le cytoplasme des PRK (Fig. 3B), indiquant que les EPC-MV avaient fusionné avec les PRK. Ensuite, il a été constaté que la diminution du taux de prolifération induite par l'Ang II, la promotion de l'apoptose et l'arrêt du cycle en phase G1, étaient inhibées par les EPC-MV (Fig. 3C-E). Semblables aux PRK co-cultivées avec des EPC, les PRK cultivées en présence d'EPC-MV et exposées à l'Ang II avaient des niveaux réduits de ROS et de MDA (Fig. 4A et B), des niveaux accrus de GSH et de SOD (Fig. 4C et D) et une diminution de la sécrétion des cytokines inflammatoires IL‑1, IL‑6 et TNF‑ (Fig. 4E‑G), par rapport au groupe Ang II.
Discussion
À notre connaissance, la présente étude a démontré pour la première fois que les EPC peuvent protéger les PRK des dommages cellulaires induits par l'Ang II. Cet effet protecteur est, au moins en partie, médié par les MV qui sont sécrétées par les EPC et fusionnent avec les PRK lors de la co-culture. En ajoutant des MV enrichis aux PRK exposés à l'Ang II, il a été constaté que les EPC-MV seuls pouvaient protéger les PRK des dommages induits par l'Ang II en inhibant le stress oxydatif et l'inflammation. Les MV sont définis comme des nanodébris membranaires (0.05‑1 µm) (33) et sont éliminés de la surface cellulaire après activation, stress ou apoptose. De plus, les MV peuvent être dérivés de divers types de cellules, tels que les plaquettes, les cellules endothéliales, les EPC et les globules blancs (34,35). Les MV expriment des marqueurs de surface cellulaire spécifiques, qui varient selon la cellule d'origine et sa formation et peuvent exercer des effets anti‑inflammatoires, anticoagulants et angiogéniques (36). Les MV libérés par les EPC peuvent transporter les informations biologiques de leur cellule mère et exercer ainsi une fonction similaire sur les cellules cibles (33). Par exemple, les EPC-MV protègent les cardiomyocytes de l'hypertrophie et de l'apoptose induites par l'Ang II (28), améliorent la fonction endothéliale et la capacité de réguler l'angiogenèse (37) et atténuent la dysfonction endothéliale induite par le stress oxydatif (38). Cependant, à notre connaissance, l'effet des EPC-MV sur la néphropathie hypertensive n'a pas été rapporté auparavant. Par conséquent, la présente étude visait à étudier les effets protecteurs potentiels des EPC et des EPC-MV danslésion des cellules rénales.
Dans la présente étude, un modèle de blessure PRK a été établi en induisant des dommages avec Ang II. Conformément aux rapports précédents (26, 39), l'Ang II a réduit la prolifération de PRK, augmenté l'apoptose et arrêté le cycle cellulaire à la phase G1 avant d'entrer dans la phase S. Sur la base de ces marqueurs liés à l'hypertension, il a été conclu que le modèle d'hypertension PRK induite par l'Ang II a été établi avec succès. En outre, il a été déterminé que la co-culture avec des EPC protégeait les PRK des dommages induits par l'Ang II. Après co-incubation d'EPC avec des PRK plus Ang II, les niveaux d'enzymes de stress oxydatif et de facteurs inflammatoires dans les PRK ont diminué. Ainsi, les mécanismes potentiels par lesquels les EPC exercent leurs effets protecteurs sur les PRK peuvent impliquer la régulation du stress oxydatif et de l'inflammation. À notre connaissance, l'étude actuelle a démontré pour la première fois que les EPC peuvent améliorer la réponse au stress oxydatif induite par l'Ang II et l'inflammation dans les PRK.
Les EPC protègent efficacementfonction rénaledans l'IRC (40) et jouent un rôle majeur dans le maintien de l'intégrité vasculaire et la réparation des lésions endothéliales (15), ainsi que dans la réduction des fuites vasculaires, l'amélioration de la fonction des organes et l'augmentation du taux de survie dans la septicémie (41). De plus en plus de preuves suggèrent que les EPC peuvent exercer un rôle protecteur via la sécrétion de MV (37, 42, 43). Pour tester l'effet protecteur des EPC-MV dans les PRK, les EPC-MV ont été isolés et marqués avec PKH26, puis les MV marqués ont été co-incubés avec les PRK plus Ang II. Les EPC-MV ont fusionné avec les PRK et ont inhibé de manière significative la réponse au stress oxydatif et l'inflammation induites par l'Ang II, et ces résultats sont similaires à ceux de Fu et al (44). L'effet inhibiteur des EPC-MV sur les niveaux d'enzymes de stress oxydatif était supérieur à celui des EPC seuls ; cela peut être attribué au fait que les MV sont présents à une concentration plus élevée dans les PRK traités avec les EPC-MV que dans ceux co-cultivés avec les EPC. Ces résultats suggèrent que l'effet protecteur des EPC sur les PRK contre les dommages cellulaires induits par l'Ang II peut dépendre des MV sécrétés. Une limitation de la présente étude est que les mécanismes potentiels par lesquels les EPC-MV régulent les axes de transduction des microARN/ARNm/signal n'ont pas été entièrement examinés. Le rôle et les mécanismes par lesquels les EPC‑MV exercent une protection contrelésions rénalesdevrait être évaluée dans un modèle animal de néphropathie hypertensive, ce qui est une voie prometteuse pour les recherches futures. En conclusion, la présente étude a démontré que les EPC peuvent protéger les PRK du stress oxydatif induit par l'Ang II et de l'augmentation de l'inflammation via la sécrétion des MV. Cela fournit une nouvelle direction pour le traitement de la néphropathie hypertensive et établit un modèle in vitro pour étudierlésion rénale.
