Les vaccins suscitent une immunité cellulaire hautement réactive contre la variante Omicron du SRAS-CoV-2
Mar 24, 2022
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Jinyan Liu1*, Abishek Chandrashekar1*, Daniel Sellers1*, Julia Barrett1, Michelle Lifton1, Katherine McMahan1, Michaela Sciacca1,
Haley VanWyk1, Cindy Wu1, Jingyou Yu1, Ai-ris Y. Collier1, Dan H. Barouch1,2*
1 Beth Israel Deaconess Medical Center, Boston, MA, États-Unis ;
2 Ragon Institute of MGH, MIT et Harvard, Cambridge, MA, États-Unis
Il a été démontré que la variante hautement mutée du SARS-CoV-2 Omicron (B.1.1.529) échappe à une fraction substantielle des réponses d'anticorps neutralisants provoquées par les vaccins actuels qui codent pour l'immunogène WA1/2020 Spike1, ce qui entraîne une augmentation des infections percées et une efficacité réduite du vaccin. Les réponses immunitaires cellulaires, en particulier les réponses des lymphocytes CD8 et T, sont probablement essentielles pour la protection contre le SARS-CoV-2maladie2-6 sévère. Ici, nous montrons que l'immunité cellulaire induite par les vaccins actuels contre le SRAS-CoV-2 présente une forte réaction croisée contre le variant Omicron du SRAS-CoV-2. Les personnes qui ont reçu les vaccins Ad26.COV2.S ou BNT162b2 ont démontré des réponses durables des lymphocytes T CD8 plus et CD4 plus qui ont montré une réactivité croisée étendue contre les variantes Delta et Omicron, y compris dans les sous-populations cellulaires à mémoire centrale et effectrice. Les réponses médianes de CD8 plus spécifiques à Omicron étaient 82-84 % des réponses de CD8 plus spécifiques à WA1/2020- CD8 plus T. Ces données suggèrent que les vaccins actuels peuvent fournir une protection considérable contre les maladies graves avec la variante Omicron du SRAS-CoV -2 malgré la réduction substantielle des réponses des anticorps neutralisants.
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Des études récentes ont montré que les anticorps neutralisants (NAb) induits par le vaccin sont considérablement réduits à la variante hautement muté du SRAS-CoV -2 Omicron, ce qui entraîne une propagation mondiale rapide, y compris des infections percées chez les individus entièrement vaccinés1. Pour évaluer la réactivité croisée des réponses immunitaires cellulaires induites par le vaccin contre le variant Omicron du SRAS-CoV -2, nous avons évalué les réponses des lymphocytes T CD8 plus et CD4 plus chez 51 personnes vaccinées avec l'Ad26 à base de vecteur adénovirus. le vaccin COV2.S7 (Johnson & Johnson ; N=20) ou le vaccin BNT162b2 à base d'ARNm8 (Pfizer ; N=31).
Après la vaccination par BNT162b2, nous avons observé des réponses NAb élevées spécifiques à WA1/2020-au mois 1, suivies d'une forte baisse au mois 8, comme prévu9,10 (Fig. 1a). Après la vaccination contre l'Ad26.COV2.S, il y avait des réponses NAb spécifiques de WA1/2020- initiales nettement inférieures au mois 1, mais ces réponses étaient plus durables et persistaient aux mois 89,11 (Fig. 1a). Cependant, des NAbs spécifiques d'Omicron à réaction croisée minimale ont été observés pour les deux vaccins (Fig. 1a), ce qui est cohérent avec les données récentes en l'absence de rappel supplémentaire1. Les réponses d'anticorps de liaison spécifiques au domaine de liaison au récepteur (RBD) ont été évaluées par ELISA et ont montré des tendances similaires, avec un minimum d'anticorps de liaison spécifiques à Omicron à réaction croisée (Fig. 1b). Contrairement aux réponses d'anticorps, les réponses immunitaires cellulaires spécifiques de Spike évaluées par Les dosages ELISPOT du peptide IFN-g groupé ont montré une réactivité croisée substantielle avec Omicron (Extended Data Fig. 1). Nous avons ensuite évalué les réponses des lymphocytes T CD8 plus et CD4 plus spécifiques à Spike par des tests de coloration des cytokines intracellulaires. Ad26.COV2.S a induit des réponses médianes d'IFN-g CD8 plus spécifiques à Spike de 0.061 %, 0.062 % et {{ 72}}.051 % contre WA1/2020, Delta et Omicron, respectivement, au mois 8 suivant la vaccination (Fig. 2a). BNT162b2 a induit des réponses médianes IFN-g CD8 plus spécifiques à Spike de 0 0,028 % et 0,023 % contre WA1/2020 et Omicron, respectivement, au mois 8 suivant la vaccination (Fig. 2a). Ces données suggèrent que les réponses CD8 plus T spécifiques à Omicron étaient 82-84 % de réaction croisée avec les réponses CD8 plus T spécifiques à WA1/2020-. Les réponses spécifiques à l'IFN-g CD4 plus les lymphocytes T provoquées par Ad26.COV2.S étaient une médiane de 0,026 %, 0,030 % et 0,029 % contre WA1/2020, Delta et Omicron, respectivement, et par BNT162b2 étaient une médiane de 0,033 % et 0,027 % contre WA1 / 2020 et Omicron, respectivement, indiquant une réactivité croisée substantielle des réponses CD4 plus lymphocytes T également (Fig. 2b). Une réactivité croisée substantielle d'Omicron a également été observée pour les réponses des lymphocytes T CD8 plus et CD4 plus sécrétant du TNF-a et de l'IL -2 spécifiques à Spike (données étendues, Fig. 2).
L'analyse de régression linéaire a montré que les réponses des lymphocytes T et CD8 spécifiques à Omicron étaient corrélées aux réponses des lymphocytes T et CD8 spécifiques à WA1/2020- pour le vaccin Ad26.COV2.S aux deux moments (R=0.78, P<0.0001, slope="" 0.75)="" and="" the="" bnt162b2="" vaccine="" (r="0.56,"><0.0001, slope="" 0.81),="" although="" two="" individuals="" had="" undetectable="" omicron-specific="" cd8+="" t="" cell="" responses="" following="" bnt162b2="" vaccination="" (fig.="" 3a).="" similarly,="" omicron-specific="" cd4+="" t="" cell="" responses="" correlated="" with="" wa1/2020-specific="" cd4+="" t="" cell="" responses="" for="" both="" the="" ad26.cov2.s="" vaccine="" (r="0.79,"><0.0001, slope="" 0.83)="" and="" the="" bnt162b2="" vaccine="" (r="0.90,"><0.0001, slope="" 0.88)="" (fig.3b).="" spike-specific="" ifn-g="" cd8+="" and="" cd4+="" t="" cell="" central="" memory="" and="" effector="" memory="" subpopulations="" elicited="" by="" ad26.cov2.s="" also="" showed="" extensive="" cross-reactivity="" to="" delta="" and="" omicron.="" at="" month="" 8,="" cd8+="" central="" memory="" responses="" were="" 0.076%,="" 0.054%,="" and="" 0.075%,="" cd8+="" effector="" memory="" responses="" were="" 0.168%,="" 0.143%,="" and="" 0.146%,="" cd4+="" central="" memory="" responses="" were="" 0.030%,="" 0.035%,="" and="" 0.038%,="" and="" cd4+="" effector="" memory="" responses="" were="" 0.102%,="" 0.094%,="" and="" 0.083%,="" against="" wa1/202,="" delta,="" and="" omicron,="" respectively="" (fig.="">
Nos données démontrent que Ad26.COV2.S et BNT162b2 suscitent une immunité cellulaire largement réactive contre les variantes du SARS-CoV-2, y compris Omicron. La cohérence de ces observations sur deux technologies de plate-forme vaccinale différentes (vecteur viral et ARNm) suggère la généralisation de ces résultats. La réactivité croisée étendue des réponses des lymphocytes T CD8 plus et CD4 plus spécifiques d'Omicron contraste fortement avec les réponses d'anticorps de neutralisation et de liaison spécifiques d'Omicron nettement réduites. Ces données sont cohérentes avec des études antérieures montrant une plus grande réactivité croisée des réponses immunitaires cellulaires induites par le vaccin par rapport aux réponses immunitaires humorales contre les variantes alpha, bêta et gamma du SRAS-CoV-212. La réactivité croisée de 82-84 % des réponses des lymphocytes CD8 et T à Omicron est cohérente avec les prédictions théoriques basées sur les mutations d'Omicron6.
Des études précliniques ont montré que les cellules CD8 plus T contribuent à la protection contre le SARS-CoV-2 chez les macaques rhésus, en particulier lorsque les réponses en anticorps sont sous-optimales5. Des réponses durables des lymphocytes T CD8 plus et CD4 plus ont également été signalées après l'infection et la vaccination2- 4,6,9,11,13,14. Compte tenu du rôle des cellules CD8 plus T dans l'élimination des infections virales, il est probable que l'immunité cellulaire contribue de manière substantielle à la protection vaccinale contre la maladie grave du SRAS-CoV-2. Cela peut être particulièrement pertinent pour Omicron, qui évite une partie substantielle des réponses d'anticorps. Nos données suggèrent que les vaccins actuels peuvent fournir une protection substantielle contre les maladies graves dues au variant Omicron du SRAS-CoV -2 malgré la réduction des réponses des anticorps neutralisants et l'augmentation des infections percées.
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Méthodes
Population étudiée
Des échantillons de personnes ayant reçu le vaccin BNT162b2 ont été obtenus à partir du biodépôt d'échantillons du Beth Israel Deaconess Medical Center (BIDMC). Des échantillons d'individus ayant reçu Ad26.COV2.S ont été obtenus à partir de l'étude COV1001 (NCT04436276). Les deux études ont été approuvées par le comité d'examen institutionnel du BIDMC. Tous les participants ont donné leur consentement éclairé. Les personnes ont été exclues de cette étude si elles avaient des antécédents d'infections par le SRAS-CoV- 2, si elles avaient reçu d'autres vaccins COVID-19 ou si elles recevaient des médicaments immunosuppresseurs. Test d'anticorps neutralisant le pseudovirus
Les pseudovirus SARS-CoV-2 exprimant un gène rapporteur de la luciférase ont été utilisés pour mesurer les anticorps neutralisants des pseudovirus. En bref, les constructions d'emballage psPAX2 (AIDS Resource and Reagent Program), le plasmide rapporteur de luciférase pLentiCMV Puro-Luc (Addgene) et pcDNA3 exprimant la protéine de pointe.1-SARS-CoV-2 SΔCT ont été co- transfecté dans des cellules HEK293T (ATCC CRL_3216) avec de la lipofectamine 2000 (ThermoFisher Scientific). Des pseudovirus de variantes du SRAS-CoV-2 ont été générés à l'aide de la souche WA1/2020 (Wuhan/WIV04/2019, ID d'accès GISAID : EPI_ISL_402124), variante B.1.1.7 (Alpha, ID d'accès GISAID : EPI_ISL_601443), variante B.1.351 (bêta, ID d'accès GISAID : EPI_ISL_712096), B.1.617. 2 (Delta, ID d'accession GISAID : EPI_ISL_2020950), ou B.1.1.529 (Omicron, ID GISAID : EPI_ISL_7358094.2). Les surnageants contenant les virus pseudotypes ont été collectés 48h après transfection ; les virus pseudotypes ont été purifiés par filtration avec un filtre de 0,45-μm. Pour déterminer l'activité de neutralisation du sérum humain, des cellules HEK293T-hACE2 ont été ensemencées dans des plaques de culture tissulaire 96-puits à une densité de 1,75 × 104 cellules par puits pendant une nuit. Des dilutions en série au triple d'échantillons de sérum inactivés par la chaleur ont été préparées et mélangées avec 50 ul de pseudovirus. Le mélange a été incubé à 37 degrés pendant 1 h avant d'être ajouté aux cellules HEK293T-hACE2. Après 48 h, les cellules ont été lysées dans le Steady-Glo Luciferase Assay (Promega) selon les instructions du fabricant. Les titres de neutralisation du SRAS-CoV-2 ont été définis comme la dilution de l'échantillon à laquelle une réduction de 50 % (NT50) des unités lumineuses relatives a été observée par rapport à la moyenne des puits de contrôle du virus.
Dosage immuno-enzymatique (ELISA)
Les anticorps de liaison spécifiques au domaine de liaison au récepteur de pointe (RBD) du SARS-CoV-2 dans le sérum ont été évalués par ELISA. 96-les plaques à puits ont été recouvertes de 2 ug/mL de SARS-CoV-2 WA1/2020, B.1.617.2 (Delta), B.1.351 (Beta), ou B.1.1.529 (Omicron) Protéine RBD dans une solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco (DPBS) 1 × et incubée à 4 degrés pendant la nuit. Après incubation, les plaques ont été lavées une fois avec un tampon de lavage (0,05 % de Tween 20 dans du DPBS 1X) et bloquées avec 350 μL de solution de bloc de caséine par puits pendant 2 à 3 heures à température ambiante. Après incubation, la solution de bloc a été jetée et les plaques ont été séchées par buvardage. Des dilutions en série de sérum inactivé par la chaleur dilué dans un bloc de caséine ont été ajoutées aux puits et les plaques ont été incubées pendant 1 heure à température ambiante, avant 3 autres lavages et une incubation de 1- heures avec une dilution au 1:4000 d'anti- IgG humaine peroxydase de raifort (HRP) (Invitrogen, ThermoFisher Scientific) à température ambiante dans l'obscurité. Les plaques ont été lavées 3 fois et 100 μL de solution SeraCare KPL TMB SureBlue Start ont été ajoutés à chaque puits ; Le développement de la plaque a été arrêté en ajoutant 100 μL de solution SeraCare KPL TMB Stop par puits. L'absorbance à 450 nm, avec une référence à 650 nm, a été enregistrée avec un lecteur de microplaques VersaMax (Molecular Devices). Pour chaque échantillon, le titre du point final ELISA a été calculé à l'aide d'une courbe logistique de paramètres 4- ajustée pour calculer la dilution sérique réciproque qui donne une valeur d'absorbance corrigée (450 nm-650 nm) de 0,2. Des titres de point final interpolés ont été rapportés.
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Test d'immuno-tache liée à une enzyme (ELISPOT).
Les plaques ELISPOT ont été revêtues d'anticorps monoclonal anti-IFN humain de souris de MabTech à 1 µg/puits et incubées pendant une nuit à 4 degrés. Les plaques ont été lavées avec du DPBS et bloquées avec du milieu R10 (RPMI avec 10 % de FBS inactivé par la chaleur avec 1 % de pénicilline-streptomycine 100 x, HEPES 1 M, pyruvate de sodium 100 mM, L-glutamine 200 mM et 0,1 % de 55 mM 2-mercaptoéthanol) pendant 2-4 h à 37 degrés. SARS-CoV-2 peptides S regroupés de SARS-CoV-2 WA1/2020, B.1.617.2 (Delta) ou B.1.1.529 (Omicron) (21st Century Biochemicals) ont été préparés et plaqué à une concentration de 2 µg/puits, et 100,000 cellules/puits ont été ajoutées à la plaque. Les peptides et les cellules ont été incubés pendant 15-20 h à 37 degrés. Toutes les étapes suivant cette incubation ont été réalisées à température ambiante. Les plaques ont été lavées avec un tampon de lavage ELISPOT et incubées pendant 2-4 h avec un anticorps monoclonal anti-IFN humain de souris biotinylé de MabTech (1 µg/mL). Les plaques ont été lavées une seconde fois et incubées pendant 2-3 h avec de l'AP anti-biotine de chèvre conjugué de Rockland, Inc. (1,33 µg/mL). Le lavage final a été suivi de l'ajout d'une solution de substrat Nitor-blue Tetrazolium Chloride/5-Bromo-4-chloro 3 'indolyl phosphate p-toluidine salt (NBT/BCIP chromagen) pendant 7 min. Le chromogène a été jeté et les plaques ont été lavées à l'eau et séchées dans un endroit sombre pendant 24 h. Les plaques ont été scannées et comptées sur un analyseur Immunospot de Cellular Technologies Limited.
Essai de coloration intracellulaire des cytokines (ICS)
Les réponses des lymphocytes T CD4 plus et CD8 plus ont été quantifiées par des dosages de coloration de cytokines intracellulaires (ICS) stimulées par des peptides regroupés. Les pools de peptides contenaient 15 peptides d'acides aminés se chevauchant par 11 acides aminés couvrant le SARS-CoV-2 WA1/2020, B.1.617.2 (Delta) ou B.1.1 .529 (Omicron) Protéines de pointe (21st Century Biochemicals). 106 puits de cellules mononucléaires du sang périphérique ont été remis en suspension dans 100 µL de milieu R10 additionné d'anticorps monoclonal CD49d (1 µg/mL) et d'anticorps monoclonal CD28 (1 µg/mL). Chaque échantillon a été évalué avec du mock (100 µL de R10 plus 0,5 % de DMSO ; contrôle de fond), des peptides (2 µg/mL) et/ou 10 pg/mL d'acétate de myristate de phorbol (PMA) et 1 µg/ml d'ionomycine (Sigma- Aldrich) (100 µL ; contrôle positif) et incubé à 37 degrés pendant 1 h. Après incubation, 0,25 µL de GolgiStop et 0,25 µL de GolgiPlug dans 50 µL de R10 ont été ajoutés à chaque puits et incubés à 37 degrés pendant 8 h, puis maintenus à 4 degrés pendant la nuit. Le lendemain, les cellules ont été lavées deux fois avec du DPBS, colorées avec du colorant aqua live/mort pendant 10 minutes puis colorées avec des titres prédéterminés d'anticorps monoclonaux contre CD279 (clone EH12.1, BB700), CD4 (clone L200, BV711), CD27 (clone M-T271, BUV563), CD8 (clone SK1, BUV805), CD45RA (clone 5H9, APC H7) pendant 30 min. Les cellules ont ensuite été lavées deux fois avec un tampon FBS/DPBS à 2 % et incubées pendant 15 min avec 200 µL de solution de fixation/perméabilisation BD CytoFix/CytoPerm. Les cellules ont été lavées deux fois avec un tampon de lavage Perm 1X (BD Perm/WashTM Buffer 10X dans le kit CytoFix/CytoPerm Fixation/Permeabilisation dilué avec de l'eau MilliQ et passées à travers un filtre de 0,22 µm) et colorées de manière intracellulaire avec des anticorps monoclonaux contre l'IFN- (clone B27 ; BUV395), et CD3 (clone SP34.2, Alexa 700), pendant 30 min. Les cellules ont été lavées deux fois avec du tampon de lavage 1X Perm et fixées avec 250 µL de formaldéhyde à 1,5 % fraîchement préparé. Les cellules fixées ont été transférées dans une plaque à fond rond 96-puits et analysées par le système BD FACSymphony™. Les données ont été analysées à l'aide de FlowJo v9.9.
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Références
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